- ベストアンサー
電気泳動
- みんなの回答 (2)
- 専門家の回答
質問者が選んだベストアンサー
いくつか質問の意味だけでは読み取れないことがあるのですが、想像して回答します。たぶんCBBか銀染色で染色していると仮定します。 まず、SDSの列というのは対照としてタンパクを入れないで変性操作だけをしたものだと思います。泳動の先端部分にはBPBという色素(電気泳動で最も移動距離が長くなるような性質の色素)の青いバンド(タンパクのバンドとは違います)が目印として一つ出るはずです。しかし、タンパクが入っていないわけですから、それ以外にバンドが出ているのはおかしいわけで、コンタミネーション(実験に関係ない意図しないタンパクが混じること)してしまった可能性が高いです。CBBや、特に感度の高い銀染色はタンパクは何でも染色しますから、可能性はあります。 それからマーカーですが、一つしか入っていないというのはおかしいです。おそらくどこかに説明書があって5つぐらいあるというバンドが、いくつといくつの大きさを示すのか書いてあるはずです。それが見つからないとわかりません。また自分で作った場合は作者しかわかりません。(ただ、市販品はメジャーな商品というのがあるので、カタログ等と泳動像を比較すればなんとなくわかるかもしれませんが、おすすめはしません(似た製品がいろいろあるので、まちがうと困るので)。)
その他の回答 (1)
複数のバンドがあるということは分子量が違うものが複数混じっているということです。濃いほうが量的にはたくさんあるとおもってよいでしょう。本当に未知のタンパク以外のときは、大体いくつ位の分子量か予想があるとおもいますので、そこから考えたほうが良いです。なれないサンプルのときは、一生懸命違うタンパクを電気泳動していたなんていう場合も時々あります。 ところで、SDSと同じところにというのは、おそらくタンパクのウェルからとなりの列に移ってしまったのでだと思います。 SDSの時は、特にとなりの列に移りやすいので、気をつけた方が良いです。余裕があるときはわざと一列あけたりもします。
お礼
そうだったのですね。 やっと疑問が解決しました。 ありがとうございました!
関連するQ&A
- ゲル電気泳動について
ゲル電気泳動についてある本に 「以下の問いの正誤について答えよ。 ゲル電気泳動は、分離後ゲルからタンパク質を回収する事はできない。 この回答として、誤りで、以下の理由はこうかいてありました。 ゲルからの回収率は、決して良くはないが回収でき、一次構造決定、抗体の 作成等に用いる事ができる。」とありました。 これを読んで私はこう思いました。 ゲル電気泳動は、分子サイズ(分子量)の小さいものが先に溶出するので、 タンパク質が分子量が大きいことより後から溶出するので、ゲルからの回収率が良くない ってことでしょうか? ご存知の方がいらっしゃいましたら、ご返答よろしくお願いします。
- ベストアンサー
- 生物学
- 電気泳動(SDS-PAGE)のタンパク質変性の原理?
電気泳動(SDS-PAGE)で、タンパク質サンプルをSDSと2-メルカプトエタノールで加熱処理すると、タンパク質のS-S結合が切れ、1本鎖になり、マイナスの電荷を帯びるために分子量に依存して分離されるという原理は理解しておりますが、その1本鎖分子が横状のまま流れるのと縦状で流れるのとでは、アクリルアミドゲルの網目構造での分子ふるい効果に影響がでると思います。 ようするに横状では泳動スピードが遅く、縦状では泳動スピードが速くなってしまうと想像しております。 この辺の原理を教えてください。よろしくお願いいたします。
- ベストアンサー
- 生物学
- SDS電気泳動について教えて下さい。
SDS電気泳動ってどういうものなのでしょうか? 検索してみるとタンパク質の変性を加えて用いるということは分かったのですが、 それ以外のことは分かりません。 どなたか詳しい方教えて下さい。
- ベストアンサー
- 生物学
- SDS-ポリアクリルアミドゲル電気泳動法
大学の実験で、上記の電気泳動法を使って、オボアルブミンの分離を行いました。分子量マーカーにはホスホリラーゼb、BSA、オボアルブミン、炭酸脱水酵素の標準タンパク質混液をつかいました。 40mAで60分電気泳動をしたのですが、一番分子量の高いホスホリラーゼbがまったくと言っていいほど移動しませんでした。 この電気泳動法で、移動速度が遅くなったり、移動しにくかったりする要因は何だと思いますか? 誰か教えてください(*>_<*)
- ベストアンサー
- 生物学
- Native-PAGE SDS-PAGE 分子マーカー 電気泳動
Native-PAGEに用いる分子マーカーを探しています。 Native-PAGEを行ったときに、SDS-PAGEに用いる分子マーカーを使用したところ泳動速度が違ったせいかsampleの進み方が遅かったようです。 私の目的分子量の大きさは25-50kDaあたりなのです。 Native-PAGEでこの大きさのタンパクを見る場合、適した分子マーカーがありましたら、教えていただけないでしょうか? よろしくお願いします
- ベストアンサー
- 生物学
- アガロースゲル電気泳動で
ちわっす! 答え魔ぽんたくんでっす♪ 今日は困ったコトがあって、投稿しました。 DNAマーカー(λ/HindIII)を1%アガロースゲルで電気泳動してるんだけど、DNAが高分子の部分でスメア状のバンドを作って上手く分離できません!! (DNAがすべて、高分子エリアにスメア状バンドとして集まってしまいます) (T_T) 泳動バッファなどの試薬は調製済みのメーカー製プレミックス品を使っているので、試薬の組成は合ってます。 希釈率にもミスはありませんでした。 この場合、どのような原因が考えられますか? <条件> ・泳動バッファ(TAEバッファ) ・ゲル(1×TAEバッファでアガロースを溶解した1%ゲル) ・電圧&時間(50v,90分) ・DNA量(100ng,10ng,3ng,1ng,300pg)
- ベストアンサー
- 生物学
- SDS-PAGEのマーカー
SDSーPAGEの分子量マーカーが曲がって出てきてしまうのですが、原因は何が考えられますか?? この分子量マーカーは、Amershamというところの「LMW Calibration Kit For SDS Electrophoresis」というものを使用しています。 ゲルは12.5%のもので、電圧は20Aで電気泳動を行ってます。
- ベストアンサー
- 生物学
- SDS ポリアクリルアミドゲル電気泳動法について
SDS電気泳動法は還元剤を加えてS-S結合を切断したのちに電気泳動にかけますが、このときタンパク質の構造はひも状になっていると本に書かれています。そこで質問なのですが、そのひも状とはどのような構造を持っているのでしょうか?二次構造であるαへリックス構造やβシート構造などのは構造は保たれたまま、電気泳動されるのですか? 詳しい方がいらしたらご返答よろしくお願いします。
- 締切済み
- 生物学
お礼
丁寧な説明どうもありがとうございます。 BPBで染色をしました。 マーカーの分子量は他にあるかどうか確認してみます。 タンパクのバンドは、SDSと同じ位置に最も濃く染色されています。 前後にも薄く染色が見られるのですが、分子量としてマーカーと 比較する時には濃い部分を見ればよいのでしょうか?