• ベストアンサー

λDNA/HindIII断片の電気泳動

λDNAをHindIIIで消化後、アガロースゲル電気泳動にかけ、HtBrで染色後、トランスイルミネーターで現像しました(露光時間は2秒)。 理論的には以下の8つの断片ができるので、バンドも8つできるはずなのですが、写真では135bpと564bpのバンドが確認できませんでした。これは何故ですか? 23,130 bp  9,416  6,557  4,361  2,322  2,027   564   125 自分的には、HtBrがDNA断片に結合できる量には限界があり、短い2つの断片には検出できるほどHtBrが結合しなかったのではないかと考えています。

質問者が選んだベストアンサー

  • ベストアンサー
回答No.1

EtBrの染色強度はDNAの重量と比例関係にあります。EtBr染色によるDNAの検出限界はおおよそ1 ngで、それより少なければ見えません。同じ分子数なら短いDNAほど重量が小さくなるため、染色強度は弱くなります。 あるDNA分子(この場合λDNA)を制限酵素で完全消化すると、各断片の分子数は同じ(最初に投入したλDNAの分子数と同じ)になりますね。同じ分子数なら断片の長さと重量は比例します。例えば100 ngのλDNA(全長約50 kb)の HindIII消化を泳動すると、23 kbのバンドは100 ng x 23 kb/50 kbでおおよそ50 ngに相当するのに対し、0.6 kbのバンドは100 ng x 0.6 kb/50 kbでおよそ1 ngでほとんど検出限界に近いです。 ちなみに、DNAの簡易的な定量法として、サンプルとλDNA HindIIIを同時に泳動して、λDNA HindIIIの各バンドの濃さと比較するというのをよくやります。

nkdrums
質問者

お礼

回答ありがとうございます。 とても分かりやすく、適切な回答で助かりました。

関連するQ&A

  • 電気泳動写真からの濃度の求め方

    DNA断片を1%アガロースゲルで泳動しました。EtBr染色し泳動写真からMarkerとの比較でDNA断片の大まかな濃度が求める方法を教えてください。Marker2を2マイクロリトッル使用。

  • DNA断片の長さについて

    電気泳動をかけると断片の長さで分離されたバンドが現れますが、いくつもあるDNAの長さがそれぞれ異なっていることを利用しているのでしょうか? つまり、DNA断片とはあるDNAそのものなのですか?

  • DNAアガロースの電気泳動

    研究室に配属されたばかりの3年生なんですが、ショウジョウバエの幼虫からDNAを抽出し、PCRを用いてそれを増幅させ、電気泳動で、DNAが増幅されているかどうかを確認する実験をしました。 サンプルマーカーには、λ/HindIII(2.3、9.4、6.6、 4.4、 2.3、 2.0)を用いました。 電気泳動の結果は、2.3と2.0のバンドがしっかりと見え、その下にもいくつか不要なバンドが見えていました。 この結果から、遺伝子(DNA)の構造を考えたいのですが、どのように考えたらいいかアドバイスがあれば教えてください(>_<)お願いしますm(__)m

  • 植物のDNA電気泳動

    先日、実験で2種類の植物のDNA簡易抽出をし、電気泳動し、100bp~1000bp(100bp刻み)のDNAサイズマーカーを使用して、その植物のバンドサイズを測定しました。 その結果、2種類の植物のバインドサイズは5~10bp程度しか差がなく、バンドサイズの読み取りが大変困難でした。 どのような工夫をすれば、バンドサイズの読み取りを明確に出来るのでしょうか? また、実験はコンタミネーションに十分気をつけながら行いました。もしも、DNAの抽出の段階で2種類の植物のDNAがコンタミネーションしてしまったら、その場合に検出されるDNA電気泳動画像(DNAバンド画像)はどうなるのでしょうか? 自分でも調べましたが、参考になるような内容が見つかりませんでした。 解答してくれる方がいらっしゃいましたら、お願いします。 また、参考URLなどでもかまいません。 お願いします。

  • アガロースゲル電気泳動で・・・

    アガロースゲル電気泳動で、DNA断片をマーカーにしてRNAの大きさを測定できますか? また、理由も知りたいです。

  • BAC DNAの電気泳動

    BACをアルカリ法にて抽出し、アガロースゲル電気泳動をしたところ、上からウェルの部分、その下、さらにλhindIIIの一番上の場所(23.1kb)の3箇所にバンドが出ました。 これはformI・II・IIIがどの順番になるのでしょうか? プラスミドでは上からII・III・Iとなるようですが、それと同じに考えてよいのでしょうか?

  • アガロースゲル電気泳動で

    ちわっす! 答え魔ぽんたくんでっす♪ 今日は困ったコトがあって、投稿しました。 DNAマーカー(λ/HindIII)を1%アガロースゲルで電気泳動してるんだけど、DNAが高分子の部分でスメア状のバンドを作って上手く分離できません!! (DNAがすべて、高分子エリアにスメア状バンドとして集まってしまいます) (T_T) 泳動バッファなどの試薬は調製済みのメーカー製プレミックス品を使っているので、試薬の組成は合ってます。 希釈率にもミスはありませんでした。 この場合、どのような原因が考えられますか? <条件> ・泳動バッファ(TAEバッファ) ・ゲル(1×TAEバッファでアガロースを溶解した1%ゲル) ・電圧&時間(50v,90分) ・DNA量(100ng,10ng,3ng,1ng,300pg)

  • アガロースゲルの短DNA断片の分離能について

     現在、わたしは5%Nusieve3:1アガロースゲルをつかっています。なぜなら51bpと34bpと17bpのDNA(PCR-RLFP products)を分離したいからです。  ところがDNA productsがとても短いフラグメントのためなかなかきれいなバンドになりません。(ぼやーーっとしたバンドになります。) DNAは1laneあたり約800ngアプライしています。なにかバンドをきれいに見せるようないいアガロースゲルがあれば教えてくださいませ。卒論前でとても困っていますので宜しくお願い致します。

  • DNA電気泳動で困ったことが起こっています。

    DNA電気泳動で困ったことが起こっています。 環状プラスミドの状態では目的バンドよりも2000bpくらい低い位置にバンドが現れるので、 おかしいおかしいと騒いでいたのですが、制限酵素処理をすると、正しい位置にバンドが現れ ます。 これってどういう現象なのでしょうか。 経験のある方いらっしゃいますか。 ちなみに、制限酵素処理の何が影響しているのがわからなかったので、 (1)ただ単にサンプルを37℃でインキュベートしたもの、  (2)サンプルにH-buffer(Bam/Eco用)を加え、37℃インキュベートしたもの (3)サンプルにH-buffer,BamHI,EcoRIを加え、37℃でインキュベートしたもの (4)TEに溶解しているDNAをインキュベート無しのもの と、並べて泳動した結果、(3)のみバンドの位置が正しく、他は2000bp程度低かったです。 環状と鎖状の違いでしょうか。 まったく分からなくて困っています。

  • DNAの電気泳動法による長さの測定

    先日大腸菌・酵母から抽出したDNAを電気泳動にかける実験を行ったのですが、どうも理論値とそれぞれ300bp・80bpほどずれた値が出てしまいました。 なぜこのような差が出てしまったのか、分かる方、教えてください。 ちなみに実験手順はDNAの抽出→PCRによる増幅→電気泳動です。