- ベストアンサー
プラスミド濃度の異なる複数のサンプルを泳動した場合について
初心者な質問で申し訳ないのですが、至急知りたいことです。 プラスミドの種類は何でもいいんですが、 例えばpUC-4をTEで希釈したものを以下のように複数用意します。 [1] pUC-4:9ul TE:0ul 充填用buffer:1ul = 計10ul [2] pUC-4:6ul TE:3ul 充填用buffer:1ul = 計10ul [3] pUC-4:3ul TE:6ul 充填用buffer:1ul = 計10ul ※100V泳動 以上を電気泳動した場合、同じ分子量ですから、バンドは同じ位置まで移動するとは思いますが、 サンプル量が多いほうがマイナスの電荷が強いですから、微妙に移動距離が長く見えます、よね？ 簡単な質問で申し訳ないのですが、宜しくお願いいたします。
- mimirol
- お礼率0% (0/6)
- 生物学
- 回答数2
- ありがとう数7
- みんなの回答 （2）
- 専門家の回答
質問者が選んだベストアンサー
経験的には、DNA量が増えたときに移動度が遅くなることはあっても 速くなることはない気がします。 理屈上も、サンプル量を増やしても単位DNAあたりの電荷は変わらないので、 移動度は変わらないと思います。
その他の回答 (1)
- otx
- ベストアンサー率44% (256/576)
>サンプル量が多いほうがマイナスの電荷が強いですから、微妙に移動距離が長く見えます、よね？ サンプルが多くても、団体の電荷で泳動されるのではなく、 あくまで、DNA１つ１つの電荷で泳動されるので、 １＋１＋１＋＝３ではなく １ １ １ なんです。 ただ、DNA量が多いと、バンドがドガーーーーンと見えますから、 移動距離がちょっと違うように見えなくはないですけどね。
関連するQ&A
- DNA電気泳動で困ったことが起こっています。
DNA電気泳動で困ったことが起こっています。 環状プラスミドの状態では目的バンドよりも2000bpくらい低い位置にバンドが現れるので、 おかしいおかしいと騒いでいたのですが、制限酵素処理をすると、正しい位置にバンドが現れ ます。 これってどういう現象なのでしょうか。 経験のある方いらっしゃいますか。 ちなみに、制限酵素処理の何が影響しているのがわからなかったので、 (1)ただ単にサンプルを37℃でインキュベートしたもの、 (2)サンプルにH-buffer(Bam/Eco用)を加え、37℃インキュベートしたもの (3)サンプルにH-buffer,BamHI,EcoRIを加え、37℃でインキュベートしたもの (4)TEに溶解しているDNAをインキュベート無しのもの と、並べて泳動した結果、(3)のみバンドの位置が正しく、他は2000bp程度低かったです。 環状と鎖状の違いでしょうか。 まったく分からなくて困っています。
- ベストアンサー
- 生物学
- 制限酵素によるプラスミドの切断
生物学の実験で、制限酵素によるプラスミドの切断の実験を行いました。制限酵素で二重鎖DNAを切断し、生じたDNA断片をアガロースゲル電気泳動により分離するという方法です。 コントロール・・・・（プラスミド 蒸留水 High Salt Buffer Medium Salt Buffer) サンプル・・・（コントロールにEcoRI HindIIIの制限酵素を加えたもの）の２つをそれぞれをゲルに流し込み。電気泳動を行いました。 電気泳動後、ゲルの写真を見たのですが C ｜ ｜ S ｜｜｜ － →泳動方向→ ＋ というような結果が出ました。 サンプルとコントロールのバンドの距離が同じ長さなので、切断されていないと先生が言いました。ここから質問なのですが、 切断されていないということは、サンプルのレーンのバンドの数は０本ということですか？ また、なぜ切断されなかったのか教えてください（制限酵素によってDNAが切断されたのなら、そのDNAにはその制限酵素の認識配列が含まれいたということですよね。私たちの班のDNAには認識配列が含まれていなかったことになるのでしょうか？）
- 締切済み
- 生物学
- SDS-ポリアクリルアミドゲル電気泳動法
大学の実験で、上記の電気泳動法を使って、オボアルブミンの分離を行いました。分子量マーカーにはホスホリラーゼb、BSA、オボアルブミン、炭酸脱水酵素の標準タンパク質混液をつかいました。 40mAで60分電気泳動をしたのですが、一番分子量の高いホスホリラーゼbがまったくと言っていいほど移動しませんでした。 この電気泳動法で、移動速度が遅くなったり、移動しにくかったりする要因は何だと思いますか？ 誰か教えてください(*>_<*)
- ベストアンサー
- 生物学
- プラスミドDNAを電気泳動する時と吸光度測定した時との濃度差について。
土壌に含まれる微生物を特定する研究をしており、PCRを行うために細菌よりプラスミドDNAを取り出し、取れたか確認のために電気泳動を行いました。 ゲルは、1％のアガロースゲルを用い、ゲル作成時に使用した溶液と電気泳動の際のバッファー溶液は1×TAEを使用しました。 1ヶ月ほど前にプラスミドDNAを抽出し、電気泳動を行い、エチジウムブロマイドで染色、紫外線を当て観察すると、23000bp付近にバンドが確認出来ました。 このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの量は650μg/mlでした。 ところが最近、前回と同じ操作でDNA抽出をしたのですが、今回の場合、電気泳動を行い、エチジウムブロマイド染色をし、紫外線を当て観察すると、前回よりもバンドの蛍光は強くなっていました。 しかし、このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの濃度は200μg/mlまで低くなっていました。 なぜ、このように電気泳動をした時の蛍光が強くなったにもかかわらず、DNAの濃度は下がってしまったのでしょうか？ マーカーの蛍光は、前回と同じように見えました。 また、このサンプルを用いてPCR操作を行う事は出来るのでしょうか？ 本を調べ、アルカリや酸で加水分解されると核酸はモノヌクレオチドになり、260nmの吸光度は高分子核酸に比べて10～15％増加するという事は分かったのですが、これが決定的な原因では無いと思います。 原因の予想がつく方がいらっしゃるなら、教えていただけると幸いです。
- ベストアンサー
- 生物学
- ＰＣＲ後のアガロースゲル泳動について
ＰＣＲで増幅後、確認のためプラスミド精製、エタノール沈殿をしてから、ＴＥに溶解後のサンプルを10μｌ泳動しました。 泳動後の結果を見てみると、とても発光が薄いバンドが見られました。（バンドが出た位置は大丈夫でした）いつもははっきり見えていたのにと思い、もう一度やってみましたが、結果は同じでした。私の研究室ではEtBrを先に入れてゲルを作っています。なにがいけないのかがわかりません。一緒に入れたＤＮＡマーカーも薄いです。この発光の濃淡はＤＮＡ濃度とも関係してくるのでしょうか？わかりにくい質問ですみません。よろしくお願いします。
- ベストアンサー
- 生物学
- DNAを一晩、常温保存してしまいました
DNA類の入ったボックスを、一晩(15hrs)、28度に置き忘れてしまいました。中には、希釈プラスミド溶液（5ng/ul）、プライマー（100、20、10uM)、 MiniPrepで抽出してきたプラスミドが入っていました。どれもＴＥバッファーで希釈してあります。普段は、4℃で保存しています。これらはまだ使えるでしょうか? 初心者ですがどうぞよろしくお願い致します。
- 締切済み
- 生物学
- モル濃度・・・やはりわからないことが
先の質問を締め切ったあとにわからないことがでてきたので、教えてください。 プロゲステロン（分子量＝314.46）が1ｇあります。 これを3.18ｍｌ（ミリリットル）の溶液に溶かしたら1Mとなることはわかりました。 この次の段階なのですが、もし1ｇのプロゲステロンが溶けたと仮定して・・・ この1Mにした溶液（A）を1ｍMに薄めたい時、単純に（A)を1ul（マイクロリットル）のものを999ul（マイクロリットル）の希釈液に溶かしたら「1mM」になるのでしょうか？ それとも、（A)3.18ulのものを996.82ulに溶かした時が「1mM」になるのでしょうか？ 濃度計算が苦手なので、考えれば考えるほど前者の方と後者の方で悩んでしまいます。 すみませんが、よろしくお願いします。
- ベストアンサー
- 化学
