• 締切済み

SDSの除去

細菌培養から得た菌体を3~4%のSDS溶液に浸したあと、SDSをできるだけ除去したいのですが、ベターな方法は、どのような方法がありますでしょうか。よろしくお願い致します。

  • verify
  • お礼率44% (384/858)

みんなの回答

  • gohtraw
  • ベストアンサー率54% (1630/2966)
回答No.1

SDSを含まないバッファーかなにかに懸濁後、遠心分離しては如何でしょう? 必要に応じて反復すればいいのではないかと。

関連するQ&A

  • SDSの性質について

    水にほとんど溶けない化合物の可溶化が、陰イオン性界面活性剤であるSDS溶液のpHを低くするほど良くなるという現象を見つけたのですが、この可溶化が良くなる科学的な理由が分かりません。また、この化合物は、SDS溶液の塩濃度が高くなるにつれて可溶化が悪くなります。この理由も分かりません。どなたか詳しい人がいましたら、教えてください。

  • アルカリ-SDS法について

    アルカリ-SDS法で大腸菌のプラスミドを抽出しているのですが、最近、リゾチームで処理した後にsolution(2)(0.2N NaOH-1%SDS)を添加しても液が透明になりません。ですが、粘性は出ます。これって溶菌できているんでしょうか?今、リゾチームは4mg/mlの濃度で回収した菌体に100μl添加しています。

  • SDS-PAGE用マーカー

    SDS-PAGE用マーカー 培養上清を限外濾過で濃縮し、100KDa以上1000KDa以下のタンパクをターゲットに考えSDS-PAGEを行っているところですが、200KDaくらいまでのタンパク量のサイズマーカーしか持っていません。ネットで調べているのですが見つけられないので、教えて頂きたいと存じます。ちなみに、複合体を作ったタンパクである可能性があるため、BN-PAGEを行うことも考えていますが、その場合はサイズマーカーはまた別物なのでしょうか?どうぞよろしくお願い申し上げます。

  • SDS ドデシル硫酸ナトリウム

    細かくしたブタの肝臓に10%のSDS溶液を加え攪拌すると粘度が出てきました。 この粘度は何なのか教えてください。

  • SDS-PAGE

    麹菌の培養液中のアミラーゼタンパクを確認するためにSDS-PAGEを行っています。 マーカーやBSAはしっかりと見えるのですが、サンプルだけどうしてもバンドが出ません。培地中の成分が阻害しているのかと思い、透析を行っても見ましたが、やはり何も確認できませんでした。うっすらとスメアの何かは見えますが、バンドは見えません。サンプルのタンパク量は10~100μlに調節しています。何が原因なのでしょうか・・・。お手数ですが宜しくお願いします。

  • SDS電気泳動について

    蛋白質をSDS電気泳動にかけました。 20度と37度で振とう培養したものを電気泳動したのですが、37度の方しかタンパク発現が見られませんでした。 37度のほうは不溶化したからだということでした。不溶化したほうだけ見られるのは、どのような理由からでしょうか。 わかる方、回答よろしくお願いします。

  • 細菌の培養について質問です。

    大学の研究で昆虫の腸内細菌を培養しています。 課題としては菌体を液体培養し、そこから酵素を抽出するというものです。 まずこの細菌の種の特定も視野に入れて研究しているので シングルコロニーを得るために寒天培地で培養しました。 その結果、寒天培地では培養が可能でしたが その後寒天を除く同じ組成の液体培地では培養ができません。 寒天培地では培養可能で、液体培地では培養不可能という菌が 多数存在するのは知っていますがどうにかして培養したいのです。 どなたかアドバイスをお願いします。

  • アルカリSDSのアルカリ量、濃度について

    こんにちわ。 私は今遺伝子発現の実験をしているものです。 最近頻繁にプラスミド精製のためにアルカリSDS法を行っています。 いつもその後直後にRNase処理を行って泳動をしているのですが毎回どうしてかサーキュラーがばかり生じてしまいます。 教授曰くアルカリ濃度が高いのでは?? って言われて下げてみたのですがあまり変わりませんでした。 自分が考えたのはもしかすると量が多いのかもと思ったのですがそれは正しいのでしょうか?? 一番初めに行った時はGlucose/Tris/EDTAが100μl、NaOH/SDSが200μl、potassium asetate solutionを150μlで行っていました。 多分濃度等は本に出ているものとあまり変わらないと思います。 ちなみにはじめNaOH/SDSは0.2N NaOH、1%SDSを用いていました。 このときに使った大腸菌は1mLの系で15時間程度培養した物で行いました。 その後全て5倍量でやったのですがどうしてもうまくいきません。。。 もしかすると培養量が5倍になったからといってその他の試薬まで5倍量にする必要はないのでしょうか?? あまりわからないので教えていただけないでしょうか。

  • 大腸菌の超音波破砕について

    大腸菌でタンパクを発現させ、超音波破砕をし、遠心して上清を回収することで、目的のタンパク質を回収する方法があります。目的のタンパクは、GSTなどの可溶性の高いタンパクを結合させることによりペリプラズム間に移行させます。  ここで大腸菌の壊れている状態について確認させて下さい。 (1)超音波破砕をすると菌体も壊れるのですよね? (2)ペリプラズムだけを壊すのには、透圧ショックが適切ですよね? (3)超音波破砕した後、遠心した上清を回収したことは、ペリプラズム&菌体内全部における可溶性の高いタンパクの回収したことになるのでしょうか?  また、上記の遠心後のペレットの方も上清画分と同様に、SDS-PAGEを行いました。ペレットにはかなり様々なバンドが濃く見えました。 (4)SDS-PAGEをすると菌体は全体が壊れると思いますが、これはSDS-PAGEにおいて泳動する前に、サンプルにSDSを入れてboilする過程において菌体が破裂するのですよね? (5)界面活性剤(SDS)を加えただけでは、菌体は破壊できませんよね?(6)界面活性剤でペリプラズムのみ壊せているのでしょうか?  長くなりすみません。菌体が全部壊れているのか、ペリプラズムだけ壊れているのかよく分からなくなってしまったのです。 (7)最後に、凍結粉砕という方法もありますが、こちらも菌体全部壊れますよね? 大変こんがらがってしまいました。どなたか、よろしくお願いします。

  • アルカリSDSにおけるDNAの性質について

    アルカリSDS法において目的のDNAを分離するのに利用しているDNAの性質について質問です。 (1)solutionIIでアルカリ性にし、タンパクと共に、ゲノムDNA及びプラスミドの二重鎖を一本鎖にして、変性させますが、solutionIIIで中和することでプラスミドDNAだけ二重鎖に戻します。二重鎖にすることで可溶性となり、一本鎖の不溶性となったゲノムDNAと分離することができるという記事を見つけたのですが、なぜ、DNAは二重鎖の方が一本鎖より可溶性が高くなるのでしょうか?変性し、不溶性となったタンパクと共沈させるには一本鎖の方が絡まったりDNAそのものだけでも絡まりあって不溶性になりやすいのでしょうか?一本鎖にするとニックが入りやすくなり、ボルテックスが禁止なことからも分かるように大変DNAがもろくなるので、上清に断片DNAが紛れやすくなる気がします。 (2)また、ゲノムDNAは菌体膜に結合しており、菌体と共に沈殿させることができる、とありました。それならば、別にDNAを一本鎖にしなくても菌体タンパクと共に沈殿させることができると思うのですが。 いまいち利用しているDNAの性質が理解でません。よろしくお願いします。