- ベストアンサー
電気泳動でウェルに白い沈殿が
Euxineの回答
- Euxine
- ベストアンサー率58% (7/12)
QIAGENのプロトコルに、プラスミド精製の泳動パターンが出ています。まず、下のリンクからPDFのP27を見てみてください。どのレーンのバンドパターンに似ていますか？EcoRIで切断したものもありますので、パターンとお困りの症状を比べてみてください。すぐ解決すると思います。泳動後、その白いものがウェルの位置から移動しているのかいないのかも、重要な点だと思います。
関連するQ&A
- ＰＣＲ後のアガロースゲル泳動について
ＰＣＲで増幅後、確認のためプラスミド精製、エタノール沈殿をしてから、ＴＥに溶解後のサンプルを10μｌ泳動しました。 泳動後の結果を見てみると、とても発光が薄いバンドが見られました。（バンドが出た位置は大丈夫でした）いつもははっきり見えていたのにと思い、もう一度やってみましたが、結果は同じでした。私の研究室ではEtBrを先に入れてゲルを作っています。なにがいけないのかがわかりません。一緒に入れたＤＮＡマーカーも薄いです。この発光の濃淡はＤＮＡ濃度とも関係してくるのでしょうか？わかりにくい質問ですみません。よろしくお願いします。
- ベストアンサー
- 生物学
- RNAの電気泳動について質問です。
現在、テンプレートのDNA（長さは197bpです。）からT7ポリメラーゼ酵素を用いてRNAを合成し、精製したRNAの長さを電気泳動によって確認するという作業を行っているのですが、予測される目的RNAの長さは132塩基なのですが、実際のバンドは250塩基付近の辺りに単一バンドが出ました。RNAがヘアピン構造を取ると、自身の長さのバンドよりも早く流れるというのは経験済みですが、大きくなったのは始めてです。これは精製したRNA同士で多量体を形成しているおそれがあるという解釈でよろしいのでしょうか？ また、ウチの研究施設には、RNA用のマーカーや試薬がないために、DNAと同様に1×TAEバッファーでアガロースゲルの電気泳動を行いました。マーカーもDNA用のものを用いているので、あまりマーカーは当てにしなくてもいいのでしょうか？ あと、RNAを泳動する際に、1本鎖で流れるようにするテクニックとかありますか？これまでは、RNAを泳動前に95℃で10分ほど熱を加えてから泳動を行っていました。 ヒントでもいいので、ご教授お願いします。
- 締切済み
- 生物学
- アガロースゲル電気泳動でサンプルがウェルにスタック
PCR産物（2.5kb）の確認のためにアガロースゲル電気泳動を行っています。しかし、サンプルがウェルにスタックしてしまって、うまく流れてきません。マーカーはきれいに流れています。マグネシウム濃度を振ってPCRをしたのですが、マグネシウム濃度が高いサンプルほどウェルの付近ははっきりと光っているので、実はPCRはうまくいっているのではないかと考えています。どうやったらきれいに流すことができるのか教えてください。また、PCR産物をPCR-purification kitなどで精製して流すと改善されたりするのでしょうか？
- ベストアンサー
- 生物学
- アガロースゲル電気泳動
現在、実験でアガロースゲルを用いて電気泳動を行なっています。 しかし、ポジティブコントロールは毎回バンドがでるのですが、目的とするバンドの方は、帯状にPCR産物が流れた跡のようなものが出るのみで、バンドが出なくなってしまいました。 1ヶ月くらい前まではきちんとバンドが出ていたので、プライマーの設計ミスでもなさそうなのですが、何が原因なのか分からず困っています。 PCRをかける前のDNAは10ng/μLで、実際電気泳動で流しているDNA濃度は測定していないため、分かりません。 ちなみに電気泳動の条件は以下のとおりです。 ・ゲル：1.5%アガロースゲル ・電圧：100V どなたか知恵を貸してください。 実際の電気泳動後の写真は、 http://oshietegoopcrdenkieidou.rakurakuhp.net/ に載せました。 よろしくお願いします。
- 締切済み
- 生物学
- 電気泳動写真からの濃度の求め方
DNA断片を1%アガロースゲルで泳動しました。EtBr染色し泳動写真からMarkerとの比較でDNA断片の大まかな濃度が求める方法を教えてください。Marker2を2マイクロリトッル使用。
- ベストアンサー
- 生物学
- RNAの電気泳動
RNAの電気泳動についての質問です。 RNAをin vitroで作成し、できたRNAが目的の長さのものかどうか、スメアとなっていないか確かめるために行っています。マニュアルどおり（アガロースホルムアミド、サンプルにエチブロを混合）にやっているのですが、なかなかバンドが出てくれません。 (1)1レーンあたりサンプルRNAを2μg（吸光度より）流しているのですが、バンドが見えません。RNAだとDNAに比べてバンドが出にくいとかあるのでしょうか？5μg流したところでやっとバンドらしきものが見えました。 (2)さらに市販のRNAマーカーもバンドが出ません。マニュアルどおり1レーンあたり2μl使ってもバンドがなく、10μl使っても同様に見えませんでした。なにが悪いのでしょうか？RNaseには気をつけているつもりなのですが・・。マーカーが出ず、サンプルのサイズが不明なままなのです。なにか良い方法はないでしょうか？ DNAをメインに扱っていたもので疎い部分もありますが、よろしくお願い致します。
- ベストアンサー
- 生物学
- BAC DNAの電気泳動
BAC DNAを精製し、EcoRI処理した後電気泳動でバンドを確認しました。 このDNAに、大腸菌ゲノムが含まれているかどうかを見たかったのですが、 BACはEcoでたくさん切れてしまうためよくわかりませんでした。 大腸菌がコンタミしているとスメアになるといいますが、BACの場合は どのように見たらよいのでしょうか。 たくさんあるバンドのバックが白っぽくなるのはゲノムのコンタミなのでしょうか。 うっすら白かったり、上のほうにバンドが固まってしまったり（長めに泳動はしているのですが）するのはゲノムなのでしょうか。 また、ゲノムのコンタミを調べるのに、何か良い方法があればご教授を よろしくお願いします。
- 締切済み
- 生物学
- DNA電気泳動で困ったことが起こっています。
DNA電気泳動で困ったことが起こっています。 環状プラスミドの状態では目的バンドよりも2000bpくらい低い位置にバンドが現れるので、 おかしいおかしいと騒いでいたのですが、制限酵素処理をすると、正しい位置にバンドが現れ ます。 これってどういう現象なのでしょうか。 経験のある方いらっしゃいますか。 ちなみに、制限酵素処理の何が影響しているのがわからなかったので、 (1)ただ単にサンプルを37℃でインキュベートしたもの、 (2)サンプルにH-buffer(Bam/Eco用)を加え、37℃インキュベートしたもの (3)サンプルにH-buffer,BamHI,EcoRIを加え、37℃でインキュベートしたもの (4)TEに溶解しているDNAをインキュベート無しのもの と、並べて泳動した結果、(3)のみバンドの位置が正しく、他は2000bp程度低かったです。 環状と鎖状の違いでしょうか。 まったく分からなくて困っています。
- ベストアンサー
- 生物学
- PCR＆電気泳動について
電気泳動について質問です。3種類のプラスミドDNAについて、同じプライマーを用いてPCRを行いました。このバンドを電気泳動してみたところ、2種類のプラスミドDNAに関してはクッキリと目的バン ドが出たのですが、残り1種類のプラスミドDNAの増幅産物にかんしては、薄い目的バンド➕スメアが観察されました。この原因として考えられるのは何でしょうか？自分が考えているのは、プライマーや酵素には問題がないと思うので(他2種類のプラスミドDNAのPCRはうまくいった。)、テンプレートのプラスミドDNAの精製度が低いと考えています。現にO.D値も1.72くらいだったので…。なので、プラスミドDNAの抽出からやり直そうかと考えています。 他に何か考えるべき要因があれば、ご教授お願いします！
- ベストアンサー
- 生物学
- DNAアガロースの電気泳動
研究室に配属されたばかりの３年生なんですが、ショウジョウバエの幼虫からDNAを抽出し、PCRを用いてそれを増幅させ、電気泳動で、DNAが増幅されているかどうかを確認する実験をしました。 サンプルマーカーには、λ/HindIII（2.3、9.4、6.6、 4.4、 2.3、 2.0）を用いました。 電気泳動の結果は、2.3と2.0のバンドがしっかりと見え、その下にもいくつか不要なバンドが見えていました。 この結果から、遺伝子（DNA）の構造を考えたいのですが、どのように考えたらいいかアドバイスがあれば教えてください(>_<)お願いしますm(__)m
- 締切済み
- 生物学
お礼
ありがとうございます。 参考にさせていただきます。