• ベストアンサー

電気泳動写真からの濃度の求め方

DNA断片を1%アガロースゲルで泳動しました。EtBr染色し泳動写真からMarkerとの比較でDNA断片の大まかな濃度が求める方法を教えてください。Marker2を2マイクロリトッル使用。

質問者が選んだベストアンサー

  • ベストアンサー
  • MIYD
  • ベストアンサー率44% (405/905)
回答No.1

DNAに結合するEtBrの量は二本鎖DNAに比例するので 蛍光量はDNA量と比例します。 なのでサンプルと同じ濃さのMARKER2のバンドを探して、 そのバンドのDNA量を調べて求めます。 同じ濃さのものが無ければどのバンドと、どのバンドの間の濃さであるか見て概算します。 スキャナで取り込んでバンドの濃さを調べても出来ると思いますが、目で見て判断したほうが早いです。 マーカーのバンドの濃さの上限下限を超えている場合はDNAの濃さを概算することは難しいと思います。

関連するQ&A

  • アガロース電気泳動での染色について

    現在EtBrとGelRedでの染色比較実験を行っています。 Low Molecular Weight DNA Ladderをマーカーとして両端に流しているのですが、GelRedで染色した場合は、なぜか各バンドが分離せず、尾を引いてしまいます。 EtBrとGelRedの染色では、分離能にも差が生じるのでしょうか? 泳動に用いた条件を下に書くので、原因と思われるものがあれば、指摘していただけませんか? 5%アガロースゲル EtBr・GelRedで、メーカー規定通りの条件でプレ染色 マーカーは各レーン200ngアプライ 泳動バッファーは0.5×TBEで、再利用

  • アガロースゲル電気泳動で・・・

    アガロースゲル電気泳動で、DNA断片をマーカーにしてRNAの大きさを測定できますか? また、理由も知りたいです。

  • λDNA/HindIII断片の電気泳動

    λDNAをHindIIIで消化後、アガロースゲル電気泳動にかけ、HtBrで染色後、トランスイルミネーターで現像しました(露光時間は2秒)。 理論的には以下の8つの断片ができるので、バンドも8つできるはずなのですが、写真では135bpと564bpのバンドが確認できませんでした。これは何故ですか? 23,130 bp  9,416  6,557  4,361  2,322  2,027   564   125 自分的には、HtBrがDNA断片に結合できる量には限界があり、短い2つの断片には検出できるほどHtBrが結合しなかったのではないかと考えています。

  • DNAサイズマーカーと濃度について教えてください

    Mass Ladderと言うサイズマーカーを使って電気泳動しました。DNA断片の濃度を知りたいのですが、泳動で得られたサンプルのバンドとマーカーのバンドの太さを比較するのでしょうか?或いは明るさを比較するのでしょうか?また、アプライしたサンプル量は2μlです。説明書には、ng/5μl当たりの濃度が記されているので、×1/5×1/2となるのでしょか。 ご回答よろしくお願いいたします。

  • 電気泳動

    電気泳動で、サイバーグリーンもしくは、ETBRのようなintercalator を使用して、DNAを検出したとき、大きなDNAフラグメントと小さなフラグメントでは、どちらのほうが、検出強度は高くなるのでしょうか(もしくは同じなのでしょうか?)、同じDNA量を流したときで考えています。ただ、サイズが違うということで教えていただきたいです。

  • プラスミドDNAを電気泳動する時と吸光度測定した時との濃度差について。

    土壌に含まれる微生物を特定する研究をしており、PCRを行うために細菌よりプラスミドDNAを取り出し、取れたか確認のために電気泳動を行いました。 ゲルは、1%のアガロースゲルを用い、ゲル作成時に使用した溶液と電気泳動の際のバッファー溶液は1×TAEを使用しました。 1ヶ月ほど前にプラスミドDNAを抽出し、電気泳動を行い、エチジウムブロマイドで染色、紫外線を当て観察すると、23000bp付近にバンドが確認出来ました。 このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの量は650μg/mlでした。 ところが最近、前回と同じ操作でDNA抽出をしたのですが、今回の場合、電気泳動を行い、エチジウムブロマイド染色をし、紫外線を当て観察すると、前回よりもバンドの蛍光は強くなっていました。 しかし、このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの濃度は200μg/mlまで低くなっていました。 なぜ、このように電気泳動をした時の蛍光が強くなったにもかかわらず、DNAの濃度は下がってしまったのでしょうか? マーカーの蛍光は、前回と同じように見えました。 また、このサンプルを用いてPCR操作を行う事は出来るのでしょうか? 本を調べ、アルカリや酸で加水分解されると核酸はモノヌクレオチドになり、260nmの吸光度は高分子核酸に比べて10~15%増加するという事は分かったのですが、これが決定的な原因では無いと思います。 原因の予想がつく方がいらっしゃるなら、教えていただけると幸いです。

  • アガロースゲル電気泳動

    現在、実験でアガロースゲルを用いて電気泳動を行なっています。 しかし、ポジティブコントロールは毎回バンドがでるのですが、目的とするバンドの方は、帯状にPCR産物が流れた跡のようなものが出るのみで、バンドが出なくなってしまいました。 1ヶ月くらい前まではきちんとバンドが出ていたので、プライマーの設計ミスでもなさそうなのですが、何が原因なのか分からず困っています。 PCRをかける前のDNAは10ng/μLで、実際電気泳動で流しているDNA濃度は測定していないため、分かりません。 ちなみに電気泳動の条件は以下のとおりです。 ・ゲル:1.5%アガロースゲル ・電圧:100V どなたか知恵を貸してください。 実際の電気泳動後の写真は、 http://oshietegoopcrdenkieidou.rakurakuhp.net/ に載せました。 よろしくお願いします。

  • プラスミドDNA ゲル電気泳動 検量線について

    プラスミドDNAを制限酵素で切断したのち、アガロースゲル電気泳動を行い、DNA断片から元のプラスミドDNAの全長を求める実験を行いました。そのとき、サイズマーカーDNAの検量線(横軸:移動度、縦軸:塩基対数)を作成したのですが、検量線の両端が直線ではなく曲線になってしまうのはなぜでしょうか?

  • アガロースゲル電気泳動時にサンプルやマーカーが浮いてしまいます。。。

    アガロースゲル電気泳動を行ってDNAやPCR産物のバンドを検出する際に、アプライしたサンプルやマーカーが泳動中にゲルから浮き出てしまい、解析できないことがしばしばあります。 dyeはBPBを使用していて、100Vで30分ぐらい泳動していますが、10分ぐらいでゲルに青色のバンドが全く残っていないという現状です。 バッファーは1×TBE,ゲルも1×TBEで1~2%アガロースゲルを通常毎回作成して使用しています。 サンプルの精製度が悪ければ浮いてくるという話は聞いたことがありますが、マーカーも浮いてきてしまうので原因が全くわかりません。 ほかの人は同じマーカーを使用していてもこのような現象はないということです。 ゲルの作成方法に問題があるのかと考えましたが、全くわかりません。 考えられる原因をいろいろと教えていただければ、大変助かります。 どうぞよろしくお願い致します。

  • PCR後のアガロースゲル泳動について

    PCRで増幅後、確認のためプラスミド精製、エタノール沈殿をしてから、TEに溶解後のサンプルを10μl泳動しました。 泳動後の結果を見てみると、とても発光が薄いバンドが見られました。(バンドが出た位置は大丈夫でした)いつもははっきり見えていたのにと思い、もう一度やってみましたが、結果は同じでした。私の研究室ではEtBrを先に入れてゲルを作っています。なにがいけないのかがわかりません。一緒に入れたDNAマーカーも薄いです。この発光の濃淡はDNA濃度とも関係してくるのでしょうか?わかりにくい質問ですみません。よろしくお願いします。