• 締切済み

フォンタナ・マッソン染色について

フォンタナ・マッソン染色のことについてお伺い致します。 フォンタナアンモニア銀溶液を添加する前の固定液なのですが、 70%メタノールや80%エタノールを使用してもよいのでしょうか? 今回初めて70%メタノール 1 minで行ってみたのですが、 細胞の増殖が良くなかったのです。他の条件も少し変えているので このことが原因かどうかはわからないのですが。 今までは、10%ホルマリン液や4%パラホルムアルデヒド 30 minで 行っており、問題はありませんでした。 どうぞよろしくお願い致します。

みんなの回答

回答No.1

ウチのあたりじゃマッソン・フォンタナ染色って呼ぶんですが、と りあえず以下の情報が不足です。 ・標的の組織と物質 ・前処理 ・フォンタナアンモニア銀液の処方 ・ウマくいってたプロトコールと新しく試したプロトコール ・ウマくいってたプロトコールを変える原因 ターゲットによって最適条件は違いますが、消化管系の好銀性顆粒 だと、ホルマリン固定じゃないと染まりが悪いかも。細胞の増殖が どうこうって部分が何をやっているのかとても不安ですね。培養細 胞でパラフィン包埋なしだって話なら、私は未経験です。

012155
質問者

お礼

grumpy_the_dwarfさん 回答をいただきありがとうございました。 参考にさせていただきます。

全文を見る
すると、全ての回答が全文表示されます。

関連するQ&A

  • ギムザ染色法 細胞

    細胞にギムザ染色する時、細胞固定でメタノールを加えると細胞が剥がれることがありますが、なんででしょうか?解決法はありますか? 私のギムザ染色法:細胞上清除去ー>乾燥5分ー>メタノール加える3秒ー>ギムザ液(1%)を加えて30分

  • 培養細胞のギムザ染色のコツ

    培養細胞のギムザ染色を行っていますが、 なかなか綺麗な染色を行うことができません。 現在は、培養液除去→PBS洗浄→すぐにメタノールで90秒固定→  PBS洗浄→完全に乾燥→PBSで10倍希釈したギムザ、37度60分→洗浄 でやっています。 多くの参考資料を見ると、 「メタノール固定前に乾燥させる」との記載と、「なるべく乾燥させない」 と両方の記載があり、羊土社の文献にはエタノール固定なる方法が乗っています。 綺麗に培養細胞をギムザで染める際のコツはありますでしょうか? またメタノール固定前の乾燥の是非はどうなんでしょう? 教えてください。

  • 透明標本の、軟骨染色に関して

    高校の部活で、透明標本を用いて研究をしている者です。 タイトルの通り、軟骨染色に関して質問があります。 アルシアンブルーで染めているのですが、比較的浅い部分の軟骨しか染まらなかったり、ムラができたりしてしまいます。 長時間液浸すれば解決するのかもしれませんが、硬骨の脱灰が起こる上に、過染色もひどくなってしまうので困っています。 染色方法は、ホルマリン固定後にサンプルを一度エタノール置換し、その後、エタノール:酢酸=7:3の溶液にアルシアンブルー液適量を加えた染色液に数時間程度液浸する、といったものです。 (アルシアンブルー液は、3%酢酸水溶液1000mlにアルシアンブルー8GXを10gを溶かしたものらしいです。一回の使用量はかなり少なめです。http://www.drug.co.jp/products/p-11222.html ) 上記の方法に改善点があれば教えて頂きたいです。 また、軟骨染色液にエタノールを利用する意味についても、ご存知でしたらお願いします。 (顕微鏡観察用切片標本の作製時には、酢酸水溶液や塩酸水溶液を使用するようなので。。。) よろしくお願いします。

  • 蛍光免疫染色について

    今、hMSCの一重染色をしていますが、ほとんど染まりません。固定液は4%パラホルムアルデヒドで10min、第一抗体はanti-β-Galactosidaseで4℃でO/N(濃度は1000~4000倍希釈)、第二抗体はAlexa 594 anti mouseIgG2a(濃度は500~1000倍希釈)を使っています。固定液を希釈し、抗体濃度をあげたら多少は染まっているような気がしますが、気がする程度です。染まるコツがあったら教えてください。

  • 電気泳動 CBB染色 脱色液方法について

    理系大学生です 電気泳動のCBB染色後の脱色液のことで二つ質問があります 脱色液の組成について、一般的にはエタノール(またはメタノール)約25%、酢酸約7.5%を用いられますが、5%程のTCA溶液を代わりに用いてはいけないでしょうか と言いますのも、低分子のタンパク質の染色が悪いのでこのように脱色液の組成を変更したところ染色できるように成りました。しかし、染色結果を定量的に評価する際に問題ないのかが分かりません 二つ目は、有機溶媒を溶かした脱色液である程度脱色を行った後は、蒸留水を用いて脱色をしてはいけないのでしょうか よろしくお願い致します

  • 染色について

    染色体をシマシマにする染色法のプロトコールなんですが、 トリプシン処理法 1.標本作製後、37℃で一晩乾燥する。 2.0.25%トリプシン溶液をPBS(-)で10倍に希釈し、0.025%溶液を作製する。 3.標本にPBS(-)で希釈した0.025%トリプシン溶液を0.5mlマウントし、15~30秒放置。 4.PBS(-)に浸しトリプシンの反応を停止する。 5.50%メタノール溶液でメタノール媒染(マウントして5分間)し、37℃で乾燥させる。 6.(pH 6.4)PBSで希釈した5%ギムザ染色液をマウントし3分間染色する。 7.RO水で洗浄して37℃で乾燥させる。 8.ソフトマウントとマニキュアで封入し、室温で1時間ほど乾燥させる。 9.顕微鏡で観察する。 この方法で染色を行っても染色体が膨化(フヤフヤ状態)してしまい、また染色体がかなり短くなってしまいます。中にはうっすらシマシマに染色されているものもあるんですが、このレベルでは染色体番号順にならべるにはかなり難しいっぽいです。よく人の染色体の写真が教科書などに載っていますがあんな感じにきれいな標本を得るにはどうしたらいいのでしょうか??なんでもいいので助言をよろしくお願いします。  

  • 免疫染色を分泌蛋白で検出できますか?

    免疫染色を用いて、炎症組織で分泌する細胞が浸潤してきたことを調べたいと思い、いろいろと試していますが、うまく染色することができません。 見たいタンパク質はサイトカインです。LPSを投与して刺激した後に、各種のサイトカインの発現パターンを免疫染色で調べています。 1)分泌蛋白を染色する場合には組織の固定方法をパラホルムアルデヒド で行うことで問題は無いでしょうか? 2)固定は還流固定の方がいいのでしょうか? 3)分泌されている蛋白が大量にある場合には、特定の細胞を染め出すということはできないのでしょうか? 4)染色できるとしたらどのようなサイトカインであり、染色できないのはどのようなサイトカインでしょうか? 5)使用する抗体によって結果が大きく左右されるものなのでしょうか? 以上よろしくお願いいたします。

  • 免疫染色の固定について

    お世話になっています。 免疫染色の際に、2次抗体後washまでは検鏡して細胞が形を保っているのに、その後乾燥させると細胞の形がなくなってしまうのは 固定がきちんとできていないのでしょうか? 4%パラホルムアルデヒド/PBSは1年ほど前に作成して-20度保存の物を用事溶解して使っているのですが… 心当たりのある方アドバイスお願いします。

  • 植物の細胞内の成分について

    「ヨウ化カリウム溶液」、「ゲンチアン紫」、「カーミン」を使って、ネギの表皮を染色しました。 それぞれの薬品について調べてみたら、 「ヨウ化カリウム溶液」 ヨウ素液の働きにより、暗い青色のヨウ素・デンプン複合体ができる。 細胞内の染色体、核小体、細胞壁を染色する。 「ゲンチアン紫」 水には溶けないが、エタノールによく溶ける。 細胞壁を青紫色に染める 「カーミン」 グリコーゲンをよく染める。 核を赤色に染める。 とありました。 染色体、核小体、細胞壁にはデンプンが、 細胞壁にはエタノールが、 核にはグリコーゲンが、それぞれ含まれているのでしょうか。 お願いします。

  • 「固定法」と「染色法」について

    先日、理科の実験で体細胞分裂の観察をしました。 その時にダーリアバイオレット塩酸液という染色液をつかったのですが「固定」と「解離」の意味がわかりません。。。 あと、「固定法」と「染色法」にはどの様なものがありますか?? 教えていただけるとうれしいです。