• 締切済み

電気泳動でラダーだけが流れません

卒業研究でポリアクリルアミドゲル電気泳動(ミニゲル)を頻繁に行なうのですが、なぜかラダーだけがうまく流れません。 ウェルのそこにたまっていたり、多少流れても本来のものとはまったく違うバンドの現れ方をします。 以下わかっている状況を箇条書きします。 ・他の人がまったく同じラダーを使用(ゲルローディングバッファーと混ぜたものを分注して使用)してもうまく流れる。 ・他の人がまとめてゲルの溶液を作り、ゲル板に流し込むところから各々でやった場合、僕だけラダーが流れませんでした。 ・僕がつくったゲルを他の人に利用してもらったところ、ラダーがうまく流れませんでした。 ・PCR産物は流れます。 ・他の人とゲルの作り方、組成、使用している試料でこれといった違いはありません。 何か考えられる原因があったら教えてください。

みんなの回答

回答No.1

いちばん疑わしいのはラダーのバッファリングだと思いますが、ラダーをローディングバッファーと混ぜて調製したのはあなたで、すべて同じロットですか。ゲルはヴァーティカル(垂直)ですか、サブマリンですか。

関連するQ&A

  • アガロースゲル電気泳動の失敗

    作った1枚のアガロースゲルを使うレーン分だけ切り分けPCR産物を泳動したのですが、なにもでませんでした。先に使用したサンプルはマーカーもバンドも確認できました。 同じゲルで同じマーカーを使用したのに、なぜこんな事になったのでしょう??どなたか教えて頂けないでしょうか?宜しくお願いいたします。

  • PCR産物を電気泳動すると・・・

    PCR産物を電気泳動すると、ひきずって流れているように筋のようなものができて流れていきます。 バンドも見えるのですが、筋があるのではっきりとは見れません。 ちなみにゲルはすでに作られているものを用いているので、ゲル以外に原因があると思っています。しかし、PCRにかけるときはプライマーとDNAとmilliQしか入れていません。 同じような経験がある方、原因がわかる方いらっしゃったらお願いします。

  • アガロースゲル電気泳動でサンプルがウェルにスタック

    PCR産物(2.5kb)の確認のためにアガロースゲル電気泳動を行っています。しかし、サンプルがウェルにスタックしてしまって、うまく流れてきません。マーカーはきれいに流れています。マグネシウム濃度を振ってPCRをしたのですが、マグネシウム濃度が高いサンプルほどウェルの付近ははっきりと光っているので、実はPCRはうまくいっているのではないかと考えています。どうやったらきれいに流すことができるのか教えてください。また、PCR産物をPCR-purification kitなどで精製して流すと改善されたりするのでしょうか?

  • ブラッドフォード法と電気泳動法について

    タンパク質の学生実験で課題を出されて困っています。 1)なぜ色素結合法を用いて各分画中のタンパク質の定量をあまり行わないのか 2)試料溶液が全部カラム中のイオン交換体(カラムベッド)に入った後、なぜカラムの平衡化で用いたのと同じ緩衝液でカラムを洗浄する必要があるのか 3)タンパク質はなぜゲルの中を電気的に泳動することができるのかを考察せよ 実験ではBSAを標準試料として未知試料の定量や、イオン交換クロマトグラフィー、SDS-ポリアクリルアミドゲル電気泳動などをしました。 専門家の方々にとっては非常にばからしい質問かもしれませんが、どうかよろしくお願いします。

  • アガロースゲル電気泳動

     PCR法で処理したDNAをアガロースゲル電気泳動をしました。    レーン1 DNA分子量マーカー(1Kbp)  レーン2~レーン4 PCR産物1  レーン5 DNA分子量マーカー(100bp)  レーン6~レーン8 PCR産物2  レーン1からレーン4はアプライする時にゲルにさしてしまいました。  レーン5~レーン8はアプライは綺麗にはいりました。  結果はレーン1からレーン4まではバンドが見えたが、レーン5はライトにあてるとやっとなんとか見える程度で、レーン6~レーン8は何も見えなかった。  レーン6からレーン8はPCR産物2を入れ忘れたと考えられるが、レーン5の分子量マーカーがきちんとでなかった理由がわかりません。  どのような理由が考えられるでしょうか?  またアプライするときにゲルにさしてしまったことで、さしてない方に影響出たりはするんでしょうか?

  • 電気泳動してもバンドが流れません。

    PCRで増幅したものをアガロースゲルで電気泳動しても、ウェルの中から動きません。染色すると、ウェルの中で光っているのは見えるので、増幅はできているような気がします。 電気泳動の溶液が良くないのかと思い、E-gelでやってみたのですが、流れません。 DNAの状態がよくないのかと思い、同じDNAを用い、他のプライマーで増幅させたら増幅します。 プライマーがコンタミしているのかと思い、2社から新品で購入したのですが流れませんでした。 PCRにかけるときには、水とプライマーとDNAを入れています。水も毎回変えているので、正直原因がわかりません。 ちなみに、2回同じ条件で増幅できましたが、再現性がありません。 同じような経験もしくはアドバイス等ありましたら、お願いします。

  • アクリルアミドゲル電気泳動

    DGGE解析のため、アクリルアミドゲルを使ってPCR産物を電気泳動をしています。120Vの定電圧で長時間泳動していると、帯状(幅2cm位)にガラスプレートからゲルが剥離して、空気が入ったようになります。 泳動後、染色してみると、その空気の部分が染色できていなくて、真っ暗なままです。 これは何が影響でおこるのでしょう? アクリルアミドのメーカーを変えると、剥離が起こったり起こらなかったりします。これって純度のせいですか?もしそうならば、ビスアクリルアミドも疑わなければいけなくなるんでしょうか。 電圧を下げると起こらなくなりそうな気配はあるのですが、そうなると、20時間近く泳動することになりそうです・・・ ともかく、こういった現象がなぜ起こるのか、知りたいので、よろしくお願いします。

  • アガロースゲル電気泳動時にサンプルやマーカーが浮いてしまいます。。。

    アガロースゲル電気泳動を行ってDNAやPCR産物のバンドを検出する際に、アプライしたサンプルやマーカーが泳動中にゲルから浮き出てしまい、解析できないことがしばしばあります。 dyeはBPBを使用していて、100Vで30分ぐらい泳動していますが、10分ぐらいでゲルに青色のバンドが全く残っていないという現状です。 バッファーは1×TBE,ゲルも1×TBEで1~2%アガロースゲルを通常毎回作成して使用しています。 サンプルの精製度が悪ければ浮いてくるという話は聞いたことがありますが、マーカーも浮いてきてしまうので原因が全くわかりません。 ほかの人は同じマーカーを使用していてもこのような現象はないということです。 ゲルの作成方法に問題があるのかと考えましたが、全くわかりません。 考えられる原因をいろいろと教えていただければ、大変助かります。 どうぞよろしくお願い致します。

  • アガロースゲル電気泳動

    現在、実験でアガロースゲルを用いて電気泳動を行なっています。 しかし、ポジティブコントロールは毎回バンドがでるのですが、目的とするバンドの方は、帯状にPCR産物が流れた跡のようなものが出るのみで、バンドが出なくなってしまいました。 1ヶ月くらい前まではきちんとバンドが出ていたので、プライマーの設計ミスでもなさそうなのですが、何が原因なのか分からず困っています。 PCRをかける前のDNAは10ng/μLで、実際電気泳動で流しているDNA濃度は測定していないため、分かりません。 ちなみに電気泳動の条件は以下のとおりです。 ・ゲル:1.5%アガロースゲル ・電圧:100V どなたか知恵を貸してください。 実際の電気泳動後の写真は、 http://oshietegoopcrdenkieidou.rakurakuhp.net/ に載せました。 よろしくお願いします。

  • カラム精製後の泳動

    PCR産物をカラムで精製し、確認の泳動をしたところ、バンドが全くありませんでした。PCR産物の泳動ではきちんとバンドがありました。自分のミスかと思い、もう一度PCRから行ってみたのですが、ダメでした。こんなことは初めてです。自分のミスなら解決できそうなのですが、その他に考えられる原因があるとしたら、教えていただきたく、質問しました。どなたか宜しくお願い致します。