• 締切済み

SDS-PAGEゲルのトラブル

あるタンパク質を生体物質から私の研究室(かなり小規模な研究室なので聞ける人があまりいないのです。)では精製していて、随分以前からそのタンパク質が精製できているかどうかをSDS-PAGEゲル上で確認していました。 ところが、ここ1ヶ月ほど前からそのSDSーPAGEゲルの電気泳動結果がおかしいのです。。 例えば、 *本来あるはずの低分子タンパク質のバンドが薄くしか(もしくは全く)見えない。高分子領域にスメアがたくさん見える。 *本来サンプルがアプライされているはずのないレーンにスメアっぽいバンドがたくさん見える。(特に高分子領域に) *バンドはかなりスメアっぽく見える。(シャープなバンドではない。) あと気づいたことですが、泳動直後のゲルはかなり暖かくなっていました。 このような原因として何が考えられるでしょうか?本当に困っています。 ちなみに、私たちの研究室では、 *SDS-PAGEゲルは自作 ポリアクリルアミド、SDS等を水溶液にしたものが冷蔵庫にストックされていて(2.3ヶ月前に作られました)、その水溶液と常時調製している10%APS溶液そしてTEMDを混ぜ合わせて常に作っています。 *ローディングバッファー 半年ちょっと前に作られて冷蔵庫にストックされたものを使っています。 *泳動用バッファー 10倍のTrisベースのバッファーが常温でストックされているので、それを随時希釈して使っています。 *泳動条件 150V(電気泳動ユニットに異常は見られません。)

みんなの回答

  • kgu-2
  • ベストアンサー率49% (787/1592)
回答No.3

私も、試薬を作り直します。冷蔵庫にいれていても、長時間入れていると、カビは生えます。  すなわち、微生物が死滅するわけではないので、長期間保存すると、溶液中に生き残っていたものが増殖し、そこからタンパクが分泌されて・・・というのが推定されます。  それより気になったのは、 >随分以前からそのタンパク質が精製できているかどうかをSDS-PAGEゲル上で確認していました これは、SDSの入っていない条件で、精製した物が単一のバントでチェックするのが普通でしょう。  SDS-PAGEでは、分子量は同一でも、電気的な性質によって異なるタンパクのチェックはできていないハズデス。  

  • MIYD
  • ベストアンサー率44% (405/905)
回答No.2

No.1さんの全部作り直したほうがいいというのが一番ですが、 *本来あるはずの~ と *本来サンプルがあぷらいされているはずのない~ のスメアの位置は同じなのでしょうか。 後者のスメアはバッファーか泳動層か ウェル(コームを抜いた後に洗ってますか?) が汚いことが原因じゃないかと思っています。 10%SDS水溶液を冷蔵保存している研究室は少ないと思いますが、 毎回析出しているSDSを溶かしてから使っていますか。 誰かが溶ける前のものを使ってしまったのならば、 その後で全部溶かすと濃度が濃くなっているかもしれません。 精製過程のプロテアーゼのコンタミやプロテアーゼインヒビターのストック溶液の濃度やロットの微妙な違い、 バッファー、塩濃度の微妙な違い 冷蔵庫を誰かが開けっ放しにして温度が上がってしまった。 など、先輩のときと同じ組成、条件のサンプルとはいえません。 特に精製をしているのでしたら、 サンプルが前と同じかどうかには十分に注意が必要です。 先輩と同じ操作を自分がしているから起こらないという考え方には無理があると思います。

回答No.1

こんにちは。 1)悩むよりもまず、ゲル作成用試薬、特にアクリルアミド溶液とサンプルバッファーを新しく調製しなおして見る。 2)分子量既知の標準試料、マーカー、BSAのみ、などを流し、キレイな泳動像が見られるか、分子量は合うかなどチェックする。 以上のことで標準タンパクの泳動に問題無いのならば、精製試料の問題と考えられます。 保存は何℃ですか?分解は考えられませんか? アグリゲーションは無いですか?

medicine1976
質問者

補足

明日アクリルアミド溶液とサンプルバッファーを作り直してもう一度やってみようと思っていたところでした。本当にそうですよね。。 分子量既知の標準試料、マーカーのみを流すというのもやってみたいと思います。 >保存は何℃ですか?分解は考えられませんか? アグリゲーションは無いですか? タンパク質試料の保存は4℃で行っています。過去に先輩が同じ方法でその試料を扱っていてうまく行っていたので分解や凝集しているとは考えがたいです。 泳動バッファーにもしかしたら問題があるのかも?とも思ったりもしております。 私の研究室にあったプロトコールによると10倍濃縮泳動バッファーは精製水にグリシン、Tris、SDSを入れて、HClでPH8.3に合わせてつくるとあるのですが、ネットのあるページには泳動バッファーのPHをHCl等で調製するとイオン濃度がおかしくなって泳動パターンがおかしくなることがあるとかいてあったのですが。。。

関連するQ&A

  • native-PAGE

    実験でnative-PAGEを始めたのですが,バンドがきれいに出ません(スメア).SDS-PAGEではきれいにバンドが出ています. 目的蛋白質はオリゴマーで等電点は7.2です.還元剤は入れずに泳動しています. ゲルはSDS-PAGEで通常用いられている組成からSDSだけを除いています.具体的には, 15%アクリルアミドゲルで 濃縮ゲルはトリス-塩酸(pH 6.8,SDS-) 分離ゲルはトリス-塩酸(pH 8.8,SDS-) 泳動用緩衝液はトリス-グリシンです. 電流は18mAです. native-PAGEは蛋白質の電荷で動くので,ゲルのpHとかに依存するのかなとも思うのですが,よく分かりません. 何か参考になるURLやアドバイス等ありましたら,教えていただけると幸いです.宜しくお願いします.

  • SDS-PAGEについて

    大学の実験でやったSDS-PAGEのレポートを書くんですが、タンパク質の分子量と泳動度を使いグラフを作る課題があるんですが、kDというのが分子量だとは思うのですが泳動度をどのように求めたら良いのかがわかりません。参考書に比移動度というのがあり、分子量の対数に逆比例する。と書かれているものがあったのですが、これと泳動度は同じものなのでしょうか?この実験には分子量マーカーと成分のわからないタンパクを使ったのですが、マーカーを使いグラフを書くんでしょうか?生物系はまったく判らないのでよろしくお願いします。

  • SDS-PAGE

    麹菌の培養液中のアミラーゼタンパクを確認するためにSDS-PAGEを行っています。 マーカーやBSAはしっかりと見えるのですが、サンプルだけどうしてもバンドが出ません。培地中の成分が阻害しているのかと思い、透析を行っても見ましたが、やはり何も確認できませんでした。うっすらとスメアの何かは見えますが、バンドは見えません。サンプルのタンパク量は10~100μlに調節しています。何が原因なのでしょうか・・・。お手数ですが宜しくお願いします。

  • SDS-PAGEの分子量

    SDS-PAGEであるたんぱく質の断片を泳動したのですが、分子量は小さいはずなのに、それより分子量が大きいものよりも上のほうにバンドが検出されました。 私なりに考えた結果酸性アミノ酸(Asp,Glu)が多く含まれているので流れにくかったと考えたのですが、そのほかに考えられる理由はあるのでしょうか? pIが大きく違うのですが、これは関係あるのでしょうか?

  • SDS-PAGEのマーカー

    SDSーPAGEの分子量マーカーが曲がって出てきてしまうのですが、原因は何が考えられますか?? この分子量マーカーは、Amershamというところの「LMW Calibration Kit For SDS Electrophoresis」というものを使用しています。 ゲルは12.5%のもので、電圧は20Aで電気泳動を行ってます。

  • SDS-PAGEで分離したタンパク質のバンドの太さは、どのような条件に依存するのですか?

    SDS-PAGEでタンパク質を分離したとき、同じタンパク質でもバンドの太さ(泳動方向)が太かったり、細かったりしてしまいます。これは、どの泳動条件によって変化しているのでしょうか?私は次のような原因を考えましたが、正しいかは分かりません。 ゲルの濃度に依存していると考えた場合、アクリルアミドの濃度を高くすると、バンドは細くなると考えてよいのでしょうか?また、濃縮ゲルの高さに依存していると考えた場合、濃縮ゲルを長くすると、タンパク質はより濃縮されバンドは細くなるのでしょうか? ご存知の方、回答を是非お願いいたします。

  • SDS-PAGEについて

    タンパク電気泳動の際、SDSを加えることにより、もともとの電荷(プラスやらマイナスやらタンパク独自が保有していた電荷)をマイナスに帯電させますよね。そして電流を流し、アクリルアミドゲル中で分子ふるいにかけ分子量ごとに分離させるんですよね。 そこで質問ですが、タンパクの分子量に関わらず結合するSDS量というのは一定なのでしょうか。 現在就職活動中で先日技術面接時に、「タンパクの分子量によって結合するSDSの量も変わるの?」って聞かれて「はい」って答えたら、「違う量のSDS結合したらそれだけで流れ方変わってくるでしょうが。同じ量のSDSが結合して、そして分子ふるいにかけるんだよ」って叱られました(笑) 自分で調べたうちではタンパク1gに対しSDS1.4gが結合するという記載もあったので、タンパク分子量によりSDS結合量も違うと思うのですが。 SDS結合量依存的に流れ方は変わるのでしょうか。どうなのでしょうか、ぜひとも意見をお聞かせください。

  • SDS PAGEで使用するゲルの組成について

    現在Laemlli法でSDS PAGEポリアクリルアミド電気泳動を行っているんですが、ATTOの説明書のゲルを作る組成でSDSが含まれていません。他の実験プロトコールの本を読むとSDSが含まれています。このSDSはなんのためにいれるのでしょうか?なくても影響はないのでしょうか?

  • 電気泳動について

    電気泳動について 電気泳動(SDS-PAGE)を用いて、タンパク質をバンドとして出現させた際に、近くのバンド同士が接近しすぎていて、あいまいになってしまった際に、そのあいまいになってしまっている個所のゲルを切り出して、再度SDS-PAGEをすることは可能でしょうか。 また、どのようにして一度ゲルの中にバンドとして出現したタンパクを抽出?精製?するのでしょうか。 語彙の使い方等で、不適切な箇所があるかもしれませんが、ご存知の方、ご回答よろしくお願いします。

  • SDS-PAGE用マーカーが上手く流れていないようなのですが。。

     はじめまして(*´∇`*)  今年の四月から、生化学系の研究室に配属されたものです。  さっそくなのですが、質問をさせていただきます。    SDS-PAGEに使うマーカーのことなのですが、今回、SIGMAの「PRESTAINED SDS MOLECULAR WEIGHT MARKERS」MWM-105Aというものを用いました。UreaやサンプルBufferを加え、自分でマーカー溶液を作るものでした。それを何度か使ってみたのですが、どうも、ちゃんと流れていないようなのです。伸びがよくなく、縮こまった感じになっています。一応、バンドは分かれているのですが・・・。自分のタンパクの方は目的のものだと思い、その分子量から見て、マーカーがおかしいのでは・・と判断しているので、なんともいえないのですが。。  ゲルの固さ、PAGE機器の違いにもよると思うですが、30mAで50分ほど流しても、マーカーのバンドの一番下(このマーカーでは26600?)がゲルの半分の部分ほどまでしか流れていません。  ちゃんとした状況が説明できなくて申し訳ないのですが、もし、解決策や、その他何か考えられることがございましたら、意見をよろしくお願いしますm(__)m