• 締切済み

赤血球凝集活性測定実験においてネガティブコントロールが凝集してしまい困ってます。

最近、研究室の実験でレクチンと予想されるタンパクの機能解析のために赤血球の凝集活性を測定しました。 その時にnegative control(PBSと赤血球) とpositive control(PBSと赤血球とconA)を作り反応させたのですが、凝集しないはずのnegative controlが凝集してしまい困っています。 ちなみに赤血球はglutaraldehyde stabilized sheep RBCsをPBSで洗ってから使用しました。また、実験手順はプロトコールに従い行ないました。 早めに仕上げなければいけない実験のためあせっています。 ちょっとしたアドバイスでも結構なので、ご回答よろしくお願いいたします。

みんなの回答

noname#160718
noname#160718
回答No.1

 参考になるかどうか判りませんが・・・  私はウイルス検査のひとつの手法として赤血球凝集反応や同阻止試験をやっています。血球はウイルスによって感受性血球が異なるので、鶏や豚、羊など様々ですが・・・  それで今まで一度だけですが、他に何も入れないPBSのみで鶏の赤血球が凝集したことがあります。試験はウイルス分離の判定だったのでちょっと慌てたのですが、翌日作製した血球が50ml遠沈管の中で凝集していました。  以後、私は赤血球凝集反応はPBSではなく滅菌生理食塩水を使うことにしました。  まあとりあえず現状ではPBS以外に疑うものもなさそうですから、作り直したPBSでもう一度やってみるか、PBSではなく生食なりVBSなり他の血球浮遊液を使うか、そのあたりを試してみる他ないでしょうね。

sheeprbc
質問者

補足

ご回答ありがとうございます!とても参考になりました。 早速PBS以外のものでも試してみます!

関連するQ&A

  • 酵素活性測定のポジティブコントロールは?

    マウス肝臓から租酵素抽出液を作り、脂肪酸合成酵素の活性測定を行っています。実験には必ずポジティブコントロールとネガティブコントロールが必要だと聞いています。 ネガティブコントロールは酵素液を含まないもので活性を測ればいいのだと思いますが、この場合何をポジティブコントロールにしたらいいのでしょうか?実験キットとしてポジティブコントロールの試薬があればいいのでしょうが、今測定している酵素は現在調べた限りでは市販しているものではないようです。 酵素活性測定をしている他の文献を当たってみたのですが、そこで何をポジティブとして用いているのかよく分かりません。ポジティブコントロールなしでは実験の信頼性がないのではないかと思って困っています。

  • タンパク質の巻き戻し確認

    今大学の生化学実験で変性タンパク質を巻き戻す実験を行っています。その実験に関連して、タンパク質が変性状態から巻き戻して立体構造を保持していることを解析する手法を挙げろ、という課題が出ました。 タンパク質が巻き戻っていることを確認するだけなのなら、たぶんX線結晶解析やNMRは行わないだろうし、酵素活性の測定は実験で行った方法なので(実験ではリゾチームを巻き戻して溶菌活性を見ました)、それ以外に何かないのかと探しているんですが、見つかりません。もしご存知の方がいれば教えていただきたいです。またそのようなことについて書かれている本があれば教えていただきたいです。

  • ウエスタンブロットの検出感度について

    現在たんぱく質定量でウエスタンブロットをやっているのですが うまくいかず、意を決して質問することにしました。 検出はECL試薬を用いています。 サンプルはしっかりとバンドが検出されるのに、 ポジティブコントロールがうまく検出されません。 ポジティブコントロールとして100μg/mlになっているものを 10倍希釈(10μg/ml)ではかなり濃いバンドが現れるのですが 100倍希釈(1μg/ml)にするとほとんど見えません。 10倍希釈から100倍希釈になった途端にガクンとバンドの濃さが 薄くなってしまいます。 何度やってもポジティブコントロールだけが薄く、 最低でも1μg/mlぐらいまでしか見えないです。 通常、どのくらいが検出限界なのでしょうか? 文献などで調べたところ、1μg/mlはありえないということはわかっているのですが、 実際に実験などで素人がやってみるとどのくらいなのか知りたいです。 サンプルはラインもキレイでいつもしっかりとバンドが現れることから ポジティブコントロールの希釈という基本的なところに問題がある のかとも考えています。 転写ムラや泳動ミスではないと思っています。 たんぱく質の種類にもよると思いますが 通常ポジティブコントロールは水溶性なら水で希釈するものなのでしょうか? 何も考えずPBSで希釈を行っていましたがそれがポジコンの検出感度低下を招いているのでしょうか? とても基本的な質問でお恥ずかしいのですが かなり追い詰められた状態でこちらに書き込みさせていただきました。 少ない情報のみで大変申し訳ないのですが どんな細かいことでもかまいませんのでたくさんの回答をお待ちしています。 どうかよろしくお願いします。

  • 院試の面接について・・

    院試の面接で 志望理由はありのままを答えればいいと思いますが、 院に入ってからやりたいことを聞かれた場合にはどの程度の解答が妥当でしょうか? 例えば、~~と~~を~~して~~の活性を見てさらに~~と~~を用いて~~を解析し、さらに~~を解析したいです。特に~~~~は現在~~が研究しておられますが私は~~の観点で~~~~~~~・・・・・・・・・・・・・・・・。(適当に書きましたが) のようにかなり具体的な実験方法やプロトコールが求められますか? それとも~~に、特に~~の変化について興味があるため~~の~~を研究したいです。くらいでいいのでしょうか? ちなみに研究計画書の提出というものはありませんでした。 よろしくお願いします。

  • PCRの実験について

    学校のレポートの問題が解らず困っています。 PCRという実験系に関する一般的な意義について、 サンプルDNAでPCR産物が認められ、ポジティブコントロールとネガティブコントロールの両方でもPCR産物が認められたとする。この状況でDNAの結果を信頼してよいのはどのような場合か?少なくとも2種類の電気泳動パターンを図示し、説明せよ。 という問題です。ネガティブコントロールでPCR産物が認められているのに、結果を信頼してよい場合なんてあるんですか?よくわからないので教えてください。図の書き方についてもアドバイスいただけると幸いです。

  • Hisタグをつけたタンパクの精製および濃縮について

    もしわかる方がいらっしゃいましたらご教示ください。 私はII型膜蛋白(C末端にHis-Mycタグ有)を動物細胞にて発現させ、Niカラムで精製後、Amicon(MILLIPORE製)を使用して蛋白のBuffer置換および濃縮を行っています。 お聞きしたいのは以下の2点です。 1.カラム操作でWashに使用する0.01%Tween-PBSで蛋白が流れてしまうようなのですが、このようなことってあるのでしょうか? 2.AmiconでBuffer置換および濃縮を行うと、Amicon内で析出しているのか、蛋白の大部分をロスするということがおきています。考えられる原因と、析出させずにBuffer置換(Imidazole→PBS)を行い、5倍程度に濃縮させる方法がありましたらお教えください。 発現量はかなりよく、WesternBlotting・銀染色で確認済みです。 また、精製後も銀染色・Westernで確認していますので、蛋白が存在していることは確かです。濃縮(5mL→1mL)後は蛋白量が1/10くらいになっています。 以前糖鎖の多いI型膜蛋白の発現精製を行った際にも同様にAmiconの操作で大部分をロスするということがありました。そのときは糖鎖が多いせいなのか…ということになりましたが、今回の蛋白は糖鎖が3つほどしかついていなく、特別多いというわけではありません。 同様の実験を行っている人にプロトコルを確認しましたが、やっている手技に間違いはないように思います。 同様の経験をお持ちの方、また知識のある方、いらっしゃいましたらよろしくお願いいたします。

  • TLCによるリン酸化タンパク質の展開・・・

    当方、TLCのを用いた実験に慣れ親しんでおらず、論文に記載されている実験のイメージがわきません。下記のような内容だと思うのですが、どなたか詳しい方がいらしたら、こういう実験方法が存在するのかどうなのかを教えていただきたいと思い、質問いたしました。脂質だけでなく、タンパクも展開されるんでしょうか・・・(化学の知識が貧困でして、お恥ずかしい質問かもしれません)。 <実験内容> あるprotein kinase(仮にA)にリン酸化活性があるかどうかを調べるため(phosphataseと共発現したときの影響を見ようとしている)、phosphataseを発現させた細胞からA抗体で内在のAを免沈した画分と、Aの基質となるタンパク質(仮にB)を32P-ATP存在下でincubateした。 これをTLCで展開したところ、コントロール細胞を用いたものでは原点から離れた位置にBのリン酸化バンド(?)が確認されなかった。一方phosphataseと共発現させたものでは、Bのシグナルが強くなった。 このphosphataseはAとassociateすることが分かっているので、おそらくAを脱リン酸化、あるいはAをリン酸化しに来る上流のkinaseを脱リン酸化することで、Aの活性を調節しているのだろう・・・ 多分こんな内容だと思います。あえてTLCを用いるメリットってあるんでしょうか?Bを基質にしたin vitro assayとかでもいいんじゃないかと思うのですが・・・。

  • ウエスタンブロット

    ウエスタンブロットを学生実験として行ったのですが、HRPの活性を利用した検出方法である4-クロロ-1-ナフトール法の発色液の調製の注意点として 4-クロロ-1-ナフトール  30 mg メタノール(-20℃)   10 ml の2種類をA液 30% H2O2        30 μl PBS           50 ml     の2種類をB液 として、使用直前にAとBを混合して用いるとあったのですが、その理由が分かりません。 発色液の調製での注意点なので目的タンパク質への影響などは考えられないと思いますし、ただ単に過酸化水素をメタノールに溶かすと危険であるということでしょうか? 理由として他にどんなものが挙げられるでしょうか? 回答よろしくお願いします。

  • 臓器破砕に用いるbufferについて

    実験は、ラット臓器を破砕し、目的タンパク質の抗体で免沈するというものです。 臓器抽出液調製時使用するbufferを何種類か検討しようと考えて論文なんかをみているのですが・・・ HEPESと、MOPSと、Tris-HClと、PBSと・・・皆さんはどのようにして使い分けていますか? 私は主にTris-HCl pH 7.5と150 mM NaCl、DTT、プロテアーゼインヒビター、用途によっては非イオン界面活性剤を0.05%程度入れたりしています。protein-protein interactionの検出に、金属が必要と考えられる反応なので、あえてキレーターは入れないことにしています。 臓器破砕の後、extractにCaCl2を入れてリン酸化処理を施そうとも考えています。 同じような実験をしている報告を読んだりすると、著者らがよくつかっているのが先述したHEPESやMOPSなんです。 回りくどくなりましたが、こういったbufferを用いるメリットや、こういうアッセイには適さないなどの使い分け、広く知られているような知見でも、個人的な経験談でもかまわないので、どなたか教えてください。

  • 免疫染色実験でに「each run」の業界用語

    門外漢が免疫染色実験(ABC法)読み、私訳を試みているのですが、陰性対照試料と陽性対照試料を実験(抗原抗体反応)ごとに含ましめるという意味の記述があります。 「A positive and a negative control were included in each run」 この際の「each run」は「実験1回ごと」、「抗原抗体反応1回ごと」と言う意味だと思うのですが、実際に関係者の皆さんの間では、どのような用語を使用しているのでしょうか。 「triplicateでtestする」が「3系列(またはトリプリケート)で検定する」とは知らなかったほどの素人ですので、このような質問を発する次第です。よろしくお願いします。