• 締切済み

アクリルアミドが結晶化する原因に何がありますか?

現在卒論でアクリルアミドを使用してDNAを電気泳動しています。しかし、肝心のアクリルアミドが冷蔵庫の中で結晶化してしまい使い物にならなくなってしまいました。以前同じ要領で作った時は結晶化することはなかったのですが… 原因として、試薬が混ざりきっていなかったかな?とも考えたのですが,混ぜた後にろ過しているので溶けきらなかったものは残っていないと考え、原因にはなりにくいと思っているのですが…。他に考えられえる原因がありましたら教えてください。 使用した試薬は、尿素・アクリルアミド・ビスアクリルアミド・TBE・stDWです。

みんなの回答

回答No.1

 尿素、TBEは析出する原因になりえます。  特に、TBEは濃い溶液で長い間、取っておくと白い沈殿物がでます。私は、溶液を作成後、0.22umのフィルターを通して、脱気もかねてろ過して白沈を除いてから、TEMEDを加えています。  尿素は濃度にもよりますが、過飽和になってしまうと析出する可能性がありますが、良くある原因としては、TBEのborateでしょう。

全文を見る
すると、全ての回答が全文表示されます。

関連するQ&A

  • 電気泳動の失敗原因

    アクリルアミドゲルで電気泳動したのですが,ゲルをCBB染色して確認したところ,サンプルが泳動後すぐのところでかたまりになって流れていませんでした。その原因として考えられるのは何でしょうか。 アクリルアミドゲルは,running gelをアクリルアミド12.5%で作り,stacking gelを4%で作りました。単純に,ゲルが均一でなかったということなのでしょうか。 よろしくお願いいたします。

  • DNAの電気泳動の際に使うバッファーの交換目安は何ですか?

    DNAなどの電気泳動に使用するTAEもしくはTBEバッファーの交換の目安はなんですか? 例えば,泳動回数や使わないときに置いておける期間はどのくらいなのでしょうか. みなさんどうされているのか聞いてみたいです.

  • アガロースゲル電気泳動時にサンプルやマーカーが浮いてしまいます。。。

    アガロースゲル電気泳動を行ってDNAやPCR産物のバンドを検出する際に、アプライしたサンプルやマーカーが泳動中にゲルから浮き出てしまい、解析できないことがしばしばあります。 dyeはBPBを使用していて、100Vで30分ぐらい泳動していますが、10分ぐらいでゲルに青色のバンドが全く残っていないという現状です。 バッファーは1×TBE,ゲルも1×TBEで1~2%アガロースゲルを通常毎回作成して使用しています。 サンプルの精製度が悪ければ浮いてくるという話は聞いたことがありますが、マーカーも浮いてきてしまうので原因が全くわかりません。 ほかの人は同じマーカーを使用していてもこのような現象はないということです。 ゲルの作成方法に問題があるのかと考えましたが、全くわかりません。 考えられる原因をいろいろと教えていただければ、大変助かります。 どうぞよろしくお願い致します。

  • SYBR Goldの持ち時間

    アクリルアミド電気泳動の後、SYBR GoldでDNAを染色しています。その際、染色バッファーを繰り返し使用しています。一度使ったSYBR Gold染色バッファーは4℃で保存していますが、新しいSYBR Goldを継ぎ足すことなしで、何回まで繰り返し染色することができるものなのでしょうか。専門的なご質問ですが、知っている方は教えていただければうれしいです。よろしくお願いいたします。

  • DNA電気泳動実験のバンドの濃淡について

    DNA電気泳動の実験を行ったのですがその時、同じレーン内で濃淡の異なるバンドが生じました。これの原因は何なのか教えてほしいです。 レーンごとに濃淡が違うのはDNAの量によるものだと考えられるのですがこれもバンドごとにDNAの量が違うから濃淡が変わるのでしょうか? ちなみに核酸染色試薬はミドリグリーンを使用しています。

  • アガロースゲル電気泳動で

    ちわっす! 答え魔ぽんたくんでっす♪ 今日は困ったコトがあって、投稿しました。 DNAマーカー(λ/HindIII)を1%アガロースゲルで電気泳動してるんだけど、DNAが高分子の部分でスメア状のバンドを作って上手く分離できません!! (DNAがすべて、高分子エリアにスメア状バンドとして集まってしまいます) (T_T) 泳動バッファなどの試薬は調製済みのメーカー製プレミックス品を使っているので、試薬の組成は合ってます。 希釈率にもミスはありませんでした。 この場合、どのような原因が考えられますか? <条件> ・泳動バッファ(TAEバッファ) ・ゲル(1×TAEバッファでアガロースを溶解した1%ゲル) ・電圧&時間(50v,90分) ・DNA量(100ng,10ng,3ng,1ng,300pg)

  • アガロースゲル電気泳動におけるPCR産物バンドの乱れ

     600 bpくらいのDNA配列をPCRで増やし、その産物をPEG沈して精製しているのですが、PCR直後の電気泳動(1.5% TBE gel)では1本のバンドなのですが、PEG沈後の電気泳動では2本になっています。  分子量で見ると、産物のバンド(600 bp)に加えて、450bp程度のバンドが新たに出現します。精製中に分解したのでしょうか?(でも、DNaseのコンタミだったらもっとズタズタに切れますよね)。それとも、精製過程で産物の一部が何か高次構造のようなものをとって、電気泳動上で二本になって見えるのでしょうか?  原因についてご存知の方、あるいは同じ経験をされた方、教えてください。

  • Digetionが上手くいかなくなりました

    今までDigestionで失敗するということは無かったのですが、最近どうも上手くいかなくなりました。 というのも、DNAが無くなるのです。 Large prepをとった後、 total50μlのDigestion Mixに0.5μgのDNA Xho1(NEB)1μl Buffer 5μl BSA 0.5μl を入れ37℃でincubateし、チェックすると無くなるのです。 (切る前のDNAを試しに流したところ、ちゃんと確認できました) 何かのコンタミかと、思ったのでdigestionに使用してる試薬、水、Dye Agarose gel 泳動buffer などを変えてもう1回してみたところやはり無くなりました。 結局 DNA溶液自体のコンタミかと思ったので、水とDNAのみのものを37℃でincubateし泳動すると、バンドが見えたので、DNA溶液のコンタミではないと思います。 ほかのDNAをxho1を使って切ったら(EcoRIとのdouble digestionなのですが・・・)、バンドが見えました 原因がわからず、困り果ててます。どなたか、私の間違いに気づかれた方、回答よろしくお願いいたします。

  • SDS-PAGEで分離したタンパク質のバンドの太さは、どのような条件に依存するのですか?

    SDS-PAGEでタンパク質を分離したとき、同じタンパク質でもバンドの太さ(泳動方向)が太かったり、細かったりしてしまいます。これは、どの泳動条件によって変化しているのでしょうか?私は次のような原因を考えましたが、正しいかは分かりません。 ゲルの濃度に依存していると考えた場合、アクリルアミドの濃度を高くすると、バンドは細くなると考えてよいのでしょうか?また、濃縮ゲルの高さに依存していると考えた場合、濃縮ゲルを長くすると、タンパク質はより濃縮されバンドは細くなるのでしょうか? ご存知の方、回答を是非お願いいたします。

  • SDS-PAGEのゲルが固まらない

    卒論で尿のSDSーPAGEを行っている大学生です。 一年半くらいずっと実験をしているのですが、ここ1ヶ月くらい急に全くゲルが固まらなくなり、実験が滞っています。今までずっと行ってきた実験なので今更手技的に間違っていないのでどうしていいかわかりません。 <使用試薬> ・30%Acrylamide mix ・0.75M Tris-Hcl(pH8.8) ・0.25M Tris-Hcl(pH6.8) ・TEMED ・10%SDS ・25%APS 試薬は今までどおりのを使ってましたが、ある日急に固まらなくなり、何度チャレンジしても固まらないので、試薬も作り変えて、APSも新しいのを買って作り、配合を間違えないようにきっちりworksheetをみながらやっているのですが、いままで20分もあれば固まっていた分離ゲル(アクリルアミド12%)も1時間しても液体のままで、濃縮ゲルにいたっては固まらずレーンができないんです。どうすればいいか分からなくて本当に困っています。アドバイスや経験談を教えていただきたいです。 あと、固まるための重要要素ってなんですか?10%SDSやTEMEDは固める要素として重要ですか?教えてください。よろしくお願いいたします。