- ベストアンサー
SDS-PAGEの泳動バッファーのpH
- みんなの回答 (1)
- 専門家の回答
質問者が選んだベストアンサー
不要だったはず。 羊土社の試薬調製ポケットマニュアルを手元に置いておくとよいです。
関連するQ&A
- 電気泳動とサンプルバッファーについて
電気泳動のことでお願いします。電気泳動装置には電圧表示が出て、電気が通っているようですが、実際、装置の中を見たら、小さな泡が出ておらず、通電していないようですが、これは、バッファーがまずいのでしょうか? SDS-PAGE用のSDSラニングバッファーは、トリス、グリシン、SDSと規定の量を入れてメスアップしているのですが、何か原因はあるでしょうか? また、ミオシンタンパクを抽出して、タンパク濃度を測定し、SDSサンプルバッファーで希釈するのに、その方法ですが、ウェルに10マイクログラムのタンパクが入るように計算して、それぞれのサンプルの希釈度を決定して作るのと、ある一定の希釈に決めて、ウェルに投入するときに10マイクログラムになるように、投入量を5マイクロリットルとか8マイクロとかにするのとどちらの方がいいとか、決まった方法はあるのでしょうか。よろしくお願いします。
- 締切済み
- 生物学
- SDS-PAGEの泳動バッファーは滅菌必要?
SDS-PAGEの泳動バッファーは滅菌必要? SDS-PAGE用の10x泳動バッファー(Tris/Glycine)は 滅菌(オートクレーブ or フィルター)必要ですか? よろしくお願いいたします.
- ベストアンサー
- 生物学
- native-PAGE
実験でnative-PAGEを始めたのですが,バンドがきれいに出ません(スメア).SDS-PAGEではきれいにバンドが出ています. 目的蛋白質はオリゴマーで等電点は7.2です.還元剤は入れずに泳動しています. ゲルはSDS-PAGEで通常用いられている組成からSDSだけを除いています.具体的には, 15%アクリルアミドゲルで 濃縮ゲルはトリス-塩酸(pH 6.8,SDS-) 分離ゲルはトリス-塩酸(pH 8.8,SDS-) 泳動用緩衝液はトリス-グリシンです. 電流は18mAです. native-PAGEは蛋白質の電荷で動くので,ゲルのpHとかに依存するのかなとも思うのですが,よく分かりません. 何か参考になるURLやアドバイス等ありましたら,教えていただけると幸いです.宜しくお願いします.
- 締切済み
- 生物学
- トリスグリシンバッファーについて
化学のバッファーに関する質問です。 pH=9.3のトリスグリシンバッファーを2Lつくりたいと思います。 トリスを何グラム、グリシンを何グラム。 それぞれどれくらいの試薬を加えればいいですか?? 宜しくお願いします。
- 締切済み
- 化学
- 2D PAGE
初心者です。あるリコンビナントタンパク(2mg/μl)をバイオラッド社の機器で等電点電気泳動しました。一次元目は、ph7付近に出ました。そこから続けて2次元目のSDS-PAGEをしましたが、20Kdaあたりになるはずが、結果は50-70Kdaのところに、バンドが濃く出ました。原因はわかりませんが、類推されることがあれば、お教えください。 試薬 膨潤バッファ: 7M Urea 420mg/ml 2M チオUrea 152mg/ml 4% CHAPS 40mg/ml(界面活性剤) 1M DTT 20μl/ml 0.1% BPBブロモフェノールブルー 20μl/ml SDS平衡化バッファ: 1.5M Tris Hcl buffer pH 8.8 6.7ml Urea 72.07g グリセロール 69ml SDS 4.0g BPB(0.1%) 4ml 10×泳動バッファ 1L 4℃で保存 Tris 30.3g グリシン 144.0g SDS 10.0g 泳動 サンプルが固形のときは、膨潤バッファで溶かす 液体のときは、 膨潤バッファ:サンプル=9:1(もしくは 4: 還元・アルキル化 還元用 SDS平衡化バッファ +DTT(冷) 50mg/5ml (よく溶かすこと) アルキル化用 SDS平衡化バッファ +ヨードアセトアミド(冷) 125mg/5ml トレイに還元用を3ml入れ、ストリップゲルを入れ(ゲルが上側)、30min shaker SDS-PAGE 分離ゲル: MilliQ 3.4ml(15%なら2.4ml) 30mlアクリルアミドビス(毒) 4.0ml(15%なら5ml) ゲルバッファー(1.5M Tris Hcl buffer pH8.8) 2.5ml 10% SDS (過硫酸アンモニウム) 0.1ml 10% APS 50μl TEMED 5μl
- 締切済み
- 生物学
- SDS-PAGEのゲルが固まらない
卒論で尿のSDSーPAGEを行っている大学生です。 一年半くらいずっと実験をしているのですが、ここ1ヶ月くらい急に全くゲルが固まらなくなり、実験が滞っています。今までずっと行ってきた実験なので今更手技的に間違っていないのでどうしていいかわかりません。 <使用試薬> ・30%Acrylamide mix ・0.75M Tris-Hcl(pH8.8) ・0.25M Tris-Hcl(pH6.8) ・TEMED ・10%SDS ・25%APS 試薬は今までどおりのを使ってましたが、ある日急に固まらなくなり、何度チャレンジしても固まらないので、試薬も作り変えて、APSも新しいのを買って作り、配合を間違えないようにきっちりworksheetをみながらやっているのですが、いままで20分もあれば固まっていた分離ゲル(アクリルアミド12%)も1時間しても液体のままで、濃縮ゲルにいたっては固まらずレーンができないんです。どうすればいいか分からなくて本当に困っています。アドバイスや経験談を教えていただきたいです。 あと、固まるための重要要素ってなんですか?10%SDSやTEMEDは固める要素として重要ですか?教えてください。よろしくお願いいたします。
- 締切済み
- 化学
- SDSポリアクリルアミド電気泳動について
SDSポリアクリルアミド電気泳動に使用する電気泳動試薬の成分にグリセロールとリン酸バッファーがはいっているらしいのですがなんのためにはいっているか分かりません。なるべく詳しく知りたいのでお願いします。
- ベストアンサー
- 生物学
- SDS-PAGの泳動中発生する気体は何か?
大学の実験でSDS-PAGEを行いました。そのときに、泳動中に発生した気体は何かと聞かれたのですが、分からなかったのですが。何なんでしょうか? 泳動バッファーは、25mMTrisと192mMGlycineと0.1%SDSを混ぜたものです。
- 締切済み
- 化学
- SDS-PAGEゲルのトラブル
あるタンパク質を生体物質から私の研究室(かなり小規模な研究室なので聞ける人があまりいないのです。)では精製していて、随分以前からそのタンパク質が精製できているかどうかをSDS-PAGEゲル上で確認していました。 ところが、ここ1ヶ月ほど前からそのSDSーPAGEゲルの電気泳動結果がおかしいのです。。 例えば、 *本来あるはずの低分子タンパク質のバンドが薄くしか(もしくは全く)見えない。高分子領域にスメアがたくさん見える。 *本来サンプルがアプライされているはずのないレーンにスメアっぽいバンドがたくさん見える。(特に高分子領域に) *バンドはかなりスメアっぽく見える。(シャープなバンドではない。) あと気づいたことですが、泳動直後のゲルはかなり暖かくなっていました。 このような原因として何が考えられるでしょうか?本当に困っています。 ちなみに、私たちの研究室では、 *SDS-PAGEゲルは自作 ポリアクリルアミド、SDS等を水溶液にしたものが冷蔵庫にストックされていて(2.3ヶ月前に作られました)、その水溶液と常時調製している10%APS溶液そしてTEMDを混ぜ合わせて常に作っています。 *ローディングバッファー 半年ちょっと前に作られて冷蔵庫にストックされたものを使っています。 *泳動用バッファー 10倍のTrisベースのバッファーが常温でストックされているので、それを随時希釈して使っています。 *泳動条件 150V(電気泳動ユニットに異常は見られません。)
- 締切済み
- 生物学
- SDSの結晶が電気泳動の結果に及ぼす程度について
SDS-PAGEでミオシン重鎖を分離しています。SDSサンプルバッファーでサンプルを作る際に、冷蔵庫からバッファーを出して、SDSの結晶が底にあったかもしれないのですが、そのまま作成し電気泳動をして、バンドが得られました。このような場合、SDSの濃度の影響はどのくらい重要なのでしょうか。サンプルを作る段階でこのようなことがあるとその結果の信頼性はかなり低いのでしょうか。よろしくお願いいたします。
- 締切済み
- 化学