液クロのカラムにエアーが入ってしまった場合の判断と対処方法

このQ&Aのポイント
  • 仕事で特に分取用に液クロを使っています。移動相が空になった際にカラムに空気が入ってしまったかどうか判断する方法や、エアーが入ってしまった場合の対処方法について教えてください。
  • エアーが入ってしまったカラムを使用すると、ベースラインが安定せず、ピークがブロードになったり、RT(Retention Time)が変わるなどの症状が出ます。カラムにエアーが入ってしまった場合の対処方法を教えてください。
  • カラムにエアーが入ってしまった場合、まずは移動相を流して空気を取り除く必要があります。その後、ベースラインが安定するまで時間をおいて再度使用することができます。また、エアーが入ってしまった場合はカラムの再充填が必要な場合もあります。
回答を見る
  • ベストアンサー

液クロのカラムにエアーが入ってしまったら

仕事で特に分取用に液クロを使っています。つい油断して,気付いたら移動相が空になっていました。プレッシャーが落ちると自動的に停止する仕組みになっているため「気付いた時には機械が止まっていた」という状態だったのですが,もしかしてカラムに空気が入ってしまったか?という不安がぬぐえません。その後再び移動相を流したのですが,ベースラインが安定しない,試験的にサンプルを打ってみるとピークがブロードになり別物のようである,RTが変わっている,等の症状が出ています。カラムは(C18)ODS,移動相はアセトニトリルです。これはどう判断したらよいでしょうか,またもしこのカラムにエアーが入ってしまった場合はどう対処すればよいでしょうか?どなたかご存知の方,ご教授下さい。

  • 化学
  • 回答数1
  • ありがとう数2

質問者が選んだベストアンサー

  • ベストアンサー
  • c80s3xxx
  • ベストアンサー率49% (1631/3289)
回答No.1

停止直後であれば,逆方向から送液するという手もあったんですが... 空気が入ると,ベースライン変動が周期的にうねったり,周期的にパルス状のノイズが出たりします.小さなパルスくらいなら,背圧をかけたりゆるめたりする程度でも取れたりすることもありますが,そこまでいってしまうと,いさぎよく,そのカラムはあきらめて,新しいものを買うというのが,まあベストではありますね. ダメ元で試すなら,カラム温度をできるだけ下げ (たとえば氷欲),配管等が許す範囲で可能な限り高圧で,移動相をひたすら流すことでしょうか. 温度を下げるのは,移動相に対する空気の溶解度を上げ,また気泡の体積を少しでも小さくするためで,高圧にするのも同じです.

katagamiyu
質問者

お礼

ありがとうございました,とてもよくわかりました。>ベースライン変動が周期的にうねったり,周期的にパルス状のノイズが出たり という症状らしきものを直後に確認しました…やはりこれはエアーが入ってしまったと判断せざるを得ないですね。ダメ元対策をさっそく試してみます。丁寧なご説明,深謝致します。

関連するQ&A

  • 液クロの分離について

    高速液体クロマトグラフィーを使って ビタミンB郡とナイアシン補酵素を分析します。 カラムは島津のCLC-ODSを用いて ビタミンB郡用のキャリアは  100mMリン酸緩衝液(pH2.1)  1.5mMオクタンスルホン酸ナトリウム  とアセトニトリルを9:1で混合。 補酵素(NADなど)のキャリアは  10mMリン酸緩衝液(pH2.6) ベースラインが安定しなかったり、 蒸留水だけのブランクに波が出たりするのですけど、 これはカラムなどが原因なのでしょうか? 測定したことのある方がいらっしゃいましたら、 助言をしてもらえると助かります。

  • 高速液クロのカラム(順相、逆相)

    分離の原理としては、簡単にいうと、固定相との吸着性が試料中の各成分で異なるために分離できるということだと思います(固定相にいやすければそれだけ出てくるのに時間がかかって保持時間が長くなるのですよね?) しかし、カラムの種類で順相と逆相カラムというのがありますが(他にもいっぱいありますが)、なぜこのように2つあるのかがわかりません。 逆相というのは、固定相は例えばシリカゲルにODS基をつけるなどして極性を小さくして、移動相(溶離液)の極性の方が、固定相の極性よりも大きいことをいうのはわかっているのですが・・。 また、逆相では水っぽいもの(極性の大きいもの?)ほど速くでてくると勉強しました。またピークが重なるときは、溶離液の組成(極性を変える)などして保持時間を変えればいいと聞きました。しかし、極性と分離の関係が理解できていないために、こういったカラムのことや、溶離液の極性を変えることで保持時間(でてくるまでの時間)が変わるということが理解できていないのだと思います。 現在、逆相カラムを使っていて、見たいピークが水のピークと少し重なってしまっています。溶離液は水:メタ=22:78の混合比で使用しています。 水のピークからずらして、もっと見たいピークの保持時間を長くしたいのですが・・・。 カラムのこと、溶離液のこと、すこしでも力になってくれる方、よろしくお願いします

  • HPLCの負のピーク

    HPLCで目的物の正のピークの後に、 ピークがベースライン付近に戻ったところから、 負のややブロードなピークが必ず出てきます。 どなたか原因と対策をご存じないですか? カラム:SHODEX SP0810(糖分析用カラム) カラム温度:80度 移動相:水 サンプル:しょ糖水溶液

  • 液体クロマトグラフィーのカラムのついて

    こんにちは 私は現在、HPLC(液体クロマトグラフィー)を扱っております。 最近起きた珍事件です。 ODS(内径4.6mm×長さ15cm)のカラムを使用しております。そのカラムが分析中に今まで5、6分だいで出ていたピークが2分台に再現し始めました。 新しいカラムに変更しても初めは5、6分だいにピークだ現れますが、また少し経つと2分台にピークが出始めます。 とても急ぎの仕事があり、焦っています。 液クロの条件は下記のようになってます。 *移動相・・・ リン酸緩衝液:アセトニトリル(3:2) *カラム・・・STR-ODSII *流量 ・・・1.0ml/min *波長 ・・・254nm *試料は移動相で溶解しております。 なぜ保持時間が変るのですか?他の成分の定量にも同じ事が起こりました。 どなたか分かる方教えてください(><)

  • HPLCにおけるカフェイン定量の際にカラムがおかしくなってしまいました・・・

     学生実験でカフェインの定量をHPLCを用いて行ったのですが、その際にチャートのベースラインが崩れ、非常にガクガクした重なったピークになってしまいました。カラムを洗浄してみましたが、まったく正常になりません。  先生に相談したところ、移動相として用いたメタノール:リン酸緩衝液=60:40に原因があるので、なぜリン酸、または塩を用いるとカラムがおかしくなるのかをを考察してこいといわれたのですが、まったく検討がつきません。文献を調べても載ってなかったので非常に困っています。  どなたか分かる方がいましたら教えていただけないでしょうか?推測でも結構です。測定条件は カラム:ODS-2 移動相:メタノール:リン酸緩衝液=60:40 pH=6.7 試料:カフェイン標準溶液 です。どうかよろしくお願いします。  

  • 液クロでの分析について、、困ってます!

    こんばんは。 大学院で、液クロを使い化学物質の土への収着係数を測定しています。 そこで、実験をするにあたり困難にぶつかりました。 液クロで測定する際に(カラムはODSの5μ)、土由来のピークが同じ時間に出て、測定したい物質のピークと重なり正確な測定ができません。 今までには、対策として ・カラム、ガードカラムの洗浄 ・移動相の比率を変えて妨害ピークの分離に挑戦 ・3μのカラムを用いて妨害ピークの除去 をしてみましたが、いまだに解決していません。 物質を入れないで土とそのほかにいつも入れるアジ化ナトリウム、リン酸バッファーを入れたものを測ると、土由来のピークが出ます。 上の3つの対策を試みても除去できませんでした。 そのピークは毎回のように値が変動するので決まった濃度をいれているアジ化ナトリウムでもバッファー由来でもないようです。 あと、蛍光もない物質なので吸光検出です。 私の研究室にはMSがないので液クロでどうにか測りたい状況です。 これ以外に何か対策方法はないでしょうか? 皆さんの知恵をお貸しいただけると幸いです。。。 よろしくお願いします!

  • HPLCのピーク面積について

    液クロについての質問です。 分析において、あるサンプル(-OH がついた陰イオン性のもの)を0. 1%w/vで分析したところ、ピーク2とピーク3のピークがくっついてしまったので、濃度を薄めて、分析しました。0.01%w/vと0.001% w/vで分析したとき、ピーク1、2では、面積は約1/10でしたが、ピーク3では、0.01%w/vと0.001% w/vで同じ面積になってしまいました。濃度を1/10にしたのになぜ、同じ面積なのでしょうか、考えられる原因は何でしょうか? ODSカラム、移動相はイオンペア試薬(テトラブチルアンモニウム塩)を含んだ水アセトニトリル混合溶媒を使用しています。

  • HPLC分析がうまくできません。

    HPLC分析がうまくできません。 詳しくは書けませんが、移動相はリン酸Na緩衝液(イオンペア試薬も含む):アセトニトリル=85:15で、測定波長は210nm、カラムはODSカラム(3μm、φ3mm)です。 移動相は脱気しても泡立ちやすいです。 トラブルの現象はベースラインがいつまで経っても安定せず、検出器セルの透過光が不足になってしまうようです。(セル中に生じる泡が原因と思っています。) そもそも移動相の組成に問題があるのか、調製方法に問題があるのか困っています。 カラム圧も上昇しやすい傾向にあるのであまり流速を上げれずにいます。 原因や対処策はありますでしょうか?

  • HPLCのベースラインと定量について。

    私は今、大学院でHPLCを使いレチノイドの定量をしています。 基本的なHPLCの条件として、カラム:ODSカラム、移動層:85%メタノール+10mM酢酸アンモニウム、流速:1mL/min、検出波長:325nm で測定を行っています。 比較的、逆相で早く出てくるレチノールなどの物質はこの条件で測定していますが、レチノイドの中でも脂溶性の物質をこの条件で測定しようとすると、保持時間が長くなってしまい、1サンプルの測定にかかる時間が長くなってしまいます。 そこで、文献にのっている条件で、グラジエントをかけて測定してみることにしました。 その条件は、 移動層:acetonitrile:tetrahydrofuran:water=50:20:30と50:44:6の二相でグラジエントをかけていくというものでした。 しかし、その条件で実際に測定してみると、ベースラインが丘みたいにカーブを描き、そこにピークがでるという結果でした。 以前、ベースラインが水平でないところのピークの定量結果は正確ではないと聞いたことがあります。 やはり、そのような結果では、正確な定量と言えないのでしょうか。 また、グラジエントをかけるとベースラインはある程度上がってしまうものなのでしょうか。 まわりにHPLCの助言をしてくれる人がいないので、悩んでおります。 非常に基本的な質問で申し訳ありませんが、助言を頂ければと思います。 よろしくお願い致します。

  • 逆相HPLC~移動相の白濁~

    逆相HPLCで移動相が白濁してしまいます。追記欄の対策は既にとってありますが、依然白濁が見られブランクランでゴーストピークが現れてしまいます。どうか対処法ご教授くださいませんでしょうか。お願い致します。 【条件】 流速 0.5 ml/min 温度 室温 移動相 A液:水+0.1% TFA B液:アセトニトリル+0.1% TFA RUN PROGRAM 0-10min A 100% 10-40min B 0-50% 40-50min B 100% カラム ODSカラム 波長 220nm,280nm です。 【考えられる原因】 (1)前使用者が微生物破砕粗製生物をアプライしていた。⇒この時のとけ残りがピークとして現れている? (2)前使用者がカラムをA液(水+0.1%TFA)で保存していた。⇒バクテリアの繁殖か? (3)前使用者の有機溶媒がメタノールだった。⇒メタノールとアセトニトリルが混和して白濁か?(洗浄は十分したと思いますが…) 【問題点】 廃液が白濁する、ゴーストピークがいつまでも現れる(特にB液 100%のときが激しく) 【既に取った対処法】 (1)100%メタノールでカラム洗浄(一晩) (2)100%アセトニトリル+0.1%TFAでカラム洗浄(一晩) ※HPLCの廃液は白濁しますが、試しに移動層A液とB液を試験管で混和しても白濁は見られませんでした