• 締切済み

PD-10カラムを用いた抗体精製法

マウス腹水での抗体大量調製の実験をおこなっています。マウス腹水から抗体を取り出し、硫安分画し、PD-10カラムで抗体を精製したいのですが、PD-10カラムにのせるサンプル量に限界があるのでしょうか?研究室のプロトコールでは、硫安分画した腹水液を3.5mlに合わせてカラムにのせると書いてあるのですが、腹水液を何回かに分けて全量のせた後に溶出する方法は駄目なのでしょうか?

みんなの回答

  • tunertune
  • ベストアンサー率31% (84/267)
回答No.3

>サンプルを2.5mlのせる→3.5mlで溶出→2.5mlのせる→3.5mlで溶出・・・という繰り返しで大丈夫なのですね。 大丈夫ではないと思われます。 グラフを見るとtotal 2.5mlから8mlまでアルブミンがでています。 一方Naclはtotal 4.5mlから12mlまででています。 なので、プロトコールでは2.5mlのせて3.5mlで溶出(矢印のところ)するのだと思います。 同じカラムで繰り返すならばサンプルを2.5mlのせる→3.5mlで溶出→6mlで洗う→2.5mlのせる→3.5mlで溶出ではないでしょうか。 あまりおすすめしませんが。

参考URL:
http://www.gelifesciences.co.jp/catalog/pdf_attach/02-031-01.pdf
shangshang
質問者

お礼

見当違いな解釈をしてすいません。指摘してもらい助かりました。 カラムにのせるサンプル量を2.5mlに定めたほうがよいということですね。ありがとうございました。

  • tatoo
  • ベストアンサー率53% (38/71)
回答No.2

PD-10に詰められているビーズ(Sephadex G-25)はタンパク質などと結合するわけではありません。 ゲル濾過をもとにした分画法で、のせた液の中にあるものがゲルを通過する移動の速さの違いをもとに目的のものを分けるものです。 PD-10ではプロトコール通りにやるこで、目的ものが分けられるように「設計」してありますので、それ以外での応用は(専門的な知識をもった人以外は)難しいと思います。

shangshang
質問者

お礼

なるほど。プロトコール通りにやることで目的の物質が効率よく得られるということですね。カラムに規定量以上の容量をのせても分画は難しいというわけですか。参考になりました。ありがとうございます。

  • tunertune
  • ベストアンサー率31% (84/267)
回答No.1

下記サイトのデータファイルは読まれましたか? まずは説明書を読んでみてください。

参考URL:
http://www.gelifesciences.co.jp/catalog/web_catalog.asp?frame5_Value=62
shangshang
質問者

お礼

読んでみました。カラムにのせるサンプルの最大容量が2.5mlで、溶出液の容量が3.5mlでした。ということは、サンプルの容量が2.5ml以上ある場合はサンプルを2.5mlのせる→3.5mlで溶出→2.5mlのせる→3.5mlで溶出・・・という繰り返しで大丈夫なのですね。ありがとうございました。

関連するQ&A

  • リゾチームの精製について

     学校の実習でリゾチームを精製するために陽イオン交換カラムを用いてタンパク質を分離し、SDS-PAGE法を用いてリゾチームを検出して、染色(CBB染色)後、ゲルを観測したんですが、結果から精製がうまくいったかどうかはどのように判断すればよいのでしょうか?    ちなみにゲルには、硫安塩析画分原液×1個→50mM酢酸ナトリウム緩衝液(pH5.0)を15mLを加えた後陽イオン交換カラムの溶出液3mL×3個(No.(1)~(3))→50mM酢酸ナトリウム緩衝液(pH5.0)/0.5M塩化ナトリウムを5mL加えたあとの溶出液1mL×5個(No.(4)~(8))→50mM酢酸ナトリウム緩衝液(pH5.0)/1M塩化ナトリウムを5mL加えたあとの溶出液1mL×4個(No.(9)~(12))、標準リゾチーム溶液(0.5mg/mL)×1個、分子量マーカー×1個の合計15個のサンプルを用いています。 また、No.(4)~(6)が1番染色が濃く出たのですが、この3つを混ぜて次にどういうカラムにかければきれいに出ますか? 分かる人がいましたら是非教えてほしいです。

  • 発現蛋白質の精製

    酵母を用いて組換え型蛋白質の発現・精製を行っています. 酵母を培養することにより,培養上清に蛋白質が発現してきます.この培養上清を,60%硫安+等電点で沈殿させた後,緩衝液で再溶解させ,陰イオン交換カラムで精製します. ところが,硫安+等電点沈殿させた蛋白質が上手く再溶解してくれません.溶解しない分画にもかなりの量の目的蛋白質がありましたので,どうにか溶解させようとトリトンを加えて溶解させました.しかし,今度はその加えたトリトンが最後まで残ってしまいました. 沈殿してしまった蛋白質を再溶解させる他の方法,またはトリトンを抜く方法をお知りの方がいれば,アドバイス等お願いします.

  • 酵素精製のタンパク量

    培養液からの酵素精製で表を作るとき、 全液量・全タンパク量・全活性が必要ですが 原液、硫安沈殿後、分画後とつづく場合に 硫安沈殿後は透析を行っているハズで、 培地成分の低分子タンパクは流れ出ると思います。 ならば、原液も透析を行ってから タンパク量るのが正しいのでしょうか?

  • DNAの精製

    はじめまして。実験に関しての質問があります。 今マウス血清中の抗dsDNA抗体量を測定するためELISAを行おうと思っているのですが、その準備段階のdsDNAの調製で困っています。プロトコル通りに調製を行っているのですが、回収率が非常に悪く十分量が得られない状況です。 用いているDNAはSIGMA社のDeoxyribonucleic acid from Calf thymusです。 プロトコルとしましては、ソニケーション→ 熱変性 → ヌクレアーゼ処理(ssDNAの除去)→ 精製(PBSへ置換) です。 精製方法は、フェノクロ×2回、クロロホルム×1回、エタ沈、エタリンです。 ヌクレアーゼ処理後に濃度測定を行ったところ、十分量のDNAが残っていると思われるため、精製方法に何か問題があるのでは、と考えています。 この方法に何か問題があるでしょうか?もしくは精製方法を透析などに変更した方がよろしいでしょうか? よろしくお願いいたします。

  • 酵素の精製について

    酵素の精製について、個人的に興味があって勉強をしています。 カラムを使用した酵素の精製では、溶出液の酵素活性を測定するとともに タンパク質を定量するとのことですが、 (1)酵素活性だけでなく、タンパク質も定量するのは比活性を求めるためですか? (2)一般的に、比活性がどのくらいになれば精製ができている、というような 値があるのでしょうか? よろしくお願いします。

  • オープンカラムの洗浄

    オープンカラムでタンパクの精製を行っています。 最近、カラムの溶出速度が低下したため、中のゲルを捨て、オープンカラムに水を入れてみたところ、溶出速度が他の正常なオープンカラムに比べて半分以下になっていました。 そこで、おそらく汚いサンプルを流していたので、オープンカラムの底にひいてあるフィルター?が汚れていると考え、クリーニングしたいのですが、どうすればよいのでしょうか? それとも他に原因があるのでしょうか? もしくは新しいカラムを購入する必要があるのでしょうか? どうぞよろしくお願いします。

  • イオン交換樹脂を用いた糖の精製方法について

    現在、仕事でオリゴ糖を扱っており、オリゴ糖の精製を検討しています。いろいろ文献を見ますと、どうも陽イオン交換樹脂(Na型)を使ってのイオン排除効果による分離があるらしく、この効果を狙って私もやってみたのですが、文献と同じような分離を示さず、目的物質と除きたい物質が全く同じ時間に溶出してきました。溶出条件を以下に書いておきます。 ・流速:1ml/min ・カラム径:d;10mm、h;200mm ・溶離液:超純水 ・溶出温度:室温 ・オリゴ糖濃度:1% ・サンプルチャージ量:2ml です。 イオン交換樹脂を購入したメーカーに問い合わせると、「樹脂の粒子径(100μm程度)に対して、カラムの径が小さすぎるために、サンプルが壁伝いに流れていった可能性がある」と言われましたが、どうも釈然としませんでした。 このような分離を経験されたことのある方、もしくはちょっとしたアイデアなどを思いついた方、どうかこの現象の原因、または良い分離条件を教えていただけますでしょうか? よろしくお願いします。

  • 酵素精製のゲル選択について

    ペクチナーゼを精製するために、 DEAE-Toyopearlを使い、 フラクション分画を行いました。 pH7.0の燐酸bufferを流し、 NaClで勾配を付けて溶出させたところ、 分子量60Da付近のタンパクが3種出てきました。 この後、これらをどう分けるべきか悩んでいます。 分子量が近いため、分子量分画はダメでしょう。 DEAEの後のCMカラムは逆に出るだけだから ダメだとの指摘があったので、これもイマイチ。 何か良い手はないでしょうか?

  • 酵素活性によるLDHの比活性と純度の表し方。

    はじめまして。どうぞよろしくお願いします。 参考文献が借りられていたため非常に困っています。。。 教えていただければ幸いです。 学校の学生実験で電気泳動の実験をしました。 この実験での電気泳動は「ネイティブポリアクリルアミドゲル電気泳動」です。 流したサンプルはウシ血清アルブミンです。 このウシ血清アルブミンを粗抽出液、硫安分画、素通り画分、Wash 1、Wash 2、E 1、E 2、E 3、E 4に分けました。 このときの分離はセルロースクロマトグラフィーによって行いました。 電気泳動を行った後、今まで5個あったバンドがE 1以降においてバンドが一個消失しました。 硫安分画の飽和は60%です。 クロマトグラフィーはDEAEセルローズ(陰イオン交換樹脂)カラムクロマトグラフィーです。 透析後の遠心上澄みを添加して酵素を吸着させました。 電気泳動を行ったのは粗抽出液、硫安分画、素通り画分、Wash1、Wash2、E1、E2、E3、E4の全てです。 泳動パターンはE1より前のすべてが同じような電気泳動パターンを示しました。 また、LDHの比活性を計算したところ、粗抽出液、硫安分画、素通り画分の中でもっとも比活性が高かったのは硫安分画。もっとも低かったのは素通り画分でした。 この違いはLDHの含有率だと思いますが、あたっているでしょうか? また、精製酵素の純度はどのようにして求めることができるのか。 教えていただけないでしょうか?

  • クロマトグラフィーの極性の違いによる、溶出画分の産物について

    実験の引き継ぎをしているのですが、データがわからないのと、化学分野の素人なので、悩んでいます。 よろしかったらご指導並びにアドバイスなどをよろしくお願いいたします。 (周りに相談できる人がいないので・・) 未知試料をカラムクロマトグラフィーで分画し、得られた溶出液を濃縮して3つのサンプルを得ました。 一つは15%エタノール-H20、2つ目はメタノール、3つめは酢酸エチル溶出画分されたサンプルです。 溶出液の極性を変えることによって、得られるサンプルの種類を変えようとしていると思うのですけれど、 どのような意図で上の3つの溶出液を使ったのかわかりません・・。 未知試料は天然由来の物であるらしいです。 そもそも極性自体、私が理解してないのでもあり、勉強不足で申し訳ないのですが、 溶出させるときに考えられるようなことを教えて頂ければ嬉しいです。 また、化学実験に関して参考になるような書籍などもありましたら教えて頂ければ幸いです。 ご返答お待ちしております。