• 締切済み

DNAの回収率

DNAを電気泳動したのですが、バンドがスメアなために 目的のDNAをゲルの切り出し操作により回収しました。 そのDNAの回収率というものはどうやって求めるのですか?? 判る方がいらっしゃいましたらお教えください。

みんなの回答

  • tunertune
  • ベストアンサー率31% (84/267)
回答No.1

吸光度

参考URL:
http://www.jaica.com/biotech/8ohdg_tissue.html
全文を見る
すると、全ての回答が全文表示されます。

関連するQ&A

  • 電気泳動のスメアバンド

    DNAを電気泳動をしたときに、バンドが一本ではなく、スメアになることがあると思います。スメアバンドは様々なサイズのDNAが存在するために、見かけ上スメアになると思っていたのですが、ほんとうのサイズより遥かに大きなサイズと思われるところまで、スメアなバンドが広がっていたりします。また、スメアなバンドをゲルから回収して再精製して泳動してみると、違ったサイズにでたりすることもあります。 スメアバンドの起こる原因やスメアバンドの正体、また、なにかスメアバンドについての情報など、ご教授よろしくお願いいたします。

  • アガロースゲル電気泳動で

    ちわっす! 答え魔ぽんたくんでっす♪ 今日は困ったコトがあって、投稿しました。 DNAマーカー(λ/HindIII)を1%アガロースゲルで電気泳動してるんだけど、DNAが高分子の部分でスメア状のバンドを作って上手く分離できません!! (DNAがすべて、高分子エリアにスメア状バンドとして集まってしまいます) (T_T) 泳動バッファなどの試薬は調製済みのメーカー製プレミックス品を使っているので、試薬の組成は合ってます。 希釈率にもミスはありませんでした。 この場合、どのような原因が考えられますか? <条件> ・泳動バッファ(TAEバッファ) ・ゲル(1×TAEバッファでアガロースを溶解した1%ゲル) ・電圧&時間(50v,90分) ・DNA量(100ng,10ng,3ng,1ng,300pg)

  • ゲルからの DNA 抽出

    ふと思いついたのですが、PCR で増やした DNA のある領域を電気泳動し、(非特異的な増幅が見られる場合などに)ゲルから目的の領域のバンドを切り出して、そこからキアゲンの DNeasy Kit で DNA を精製することってできるんでしょうか?勿論フェノール→フェノクロで精製するのが定石だとは思うのですが…もし試したことのある方がいらっしゃいましたら教えてください。

  • BAC DNAの電気泳動

    BAC DNAを精製し、EcoRI処理した後電気泳動でバンドを確認しました。 このDNAに、大腸菌ゲノムが含まれているかどうかを見たかったのですが、 BACはEcoでたくさん切れてしまうためよくわかりませんでした。 大腸菌がコンタミしているとスメアになるといいますが、BACの場合は どのように見たらよいのでしょうか。 たくさんあるバンドのバックが白っぽくなるのはゲノムのコンタミなのでしょうか。 うっすら白かったり、上のほうにバンドが固まってしまったり(長めに泳動はしているのですが)するのはゲノムなのでしょうか。 また、ゲノムのコンタミを調べるのに、何か良い方法があればご教授を よろしくお願いします。

  • 電気泳動での精製について

    電気泳動(PAGEなど)で DNAとか酵素とかを分離させた後、 そのバンドの出ている部分を切り取って 精製をかけたいと思います。 しかし、PAGEの中から出さないと 精製したものとして分析できないので ゲルから液中に出してやりたいのですが このときになるべく損失なく 回収する方法は無いものでしょうか? 私が考えているのは、 DNAや酵素を通さない程度の 透析チューブにゲルの破片を入れておいて 横移動型の電気泳動容器で泳動させると チューブの中でゲルからDNAなどが流れて そのあと遠心分離で上清を回収すると 精製がかかっているんでは? とか思っています。 どうでしょう? 無理があるのでしょうか・・・。

  • PCR組成とDNAのスメア

    PCR後に電気泳動すると、必ずといっていいほどスメアになりました。 トラブルシューティングをすると スメアがでる原因としては一般的に、 1. DNAポリメラーゼの量が多い  2. 最初の数サイクルの変性時間が短い 3. 変性温度が低い 4. dNTPsが少ない 5. extension時間が長い 6. サイクル数が多い 7. template DNA量が多い 8. Mg++過 9. アニーリング温度が低い などが考えられるということで 試すと1,4が効果的でした。 でもどうしてdNTPが少ないとスメアになるのか…DNAポリメラーゼの量が多いとスメアになるのか… が分からないので教えてください!!

  • DNA断片の長さについて

    電気泳動をかけると断片の長さで分離されたバンドが現れますが、いくつもあるDNAの長さがそれぞれ異なっていることを利用しているのでしょうか? つまり、DNA断片とはあるDNAそのものなのですか?

  • PCR&電気泳動について

    電気泳動について質問です。3種類のプラスミドDNAについて、同じプライマーを用いてPCRを行いました。このバンドを電気泳動してみたところ、2種類のプラスミドDNAに関してはクッキリと目的バン ドが出たのですが、残り1種類のプラスミドDNAの増幅産物にかんしては、薄い目的バンド➕スメアが観察されました。この原因として考えられるのは何でしょうか?自分が考えているのは、プライマーや酵素には問題がないと思うので(他2種類のプラスミドDNAのPCRはうまくいった。)、テンプレートのプラスミドDNAの精製度が低いと考えています。現にO.D値も1.72くらいだったので…。なので、プラスミドDNAの抽出からやり直そうかと考えています。 他に何か考えるべき要因があれば、ご教授お願いします!

  • プラスミドDNAを電気泳動する時と吸光度測定した時との濃度差について。

    土壌に含まれる微生物を特定する研究をしており、PCRを行うために細菌よりプラスミドDNAを取り出し、取れたか確認のために電気泳動を行いました。 ゲルは、1%のアガロースゲルを用い、ゲル作成時に使用した溶液と電気泳動の際のバッファー溶液は1×TAEを使用しました。 1ヶ月ほど前にプラスミドDNAを抽出し、電気泳動を行い、エチジウムブロマイドで染色、紫外線を当て観察すると、23000bp付近にバンドが確認出来ました。 このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの量は650μg/mlでした。 ところが最近、前回と同じ操作でDNA抽出をしたのですが、今回の場合、電気泳動を行い、エチジウムブロマイド染色をし、紫外線を当て観察すると、前回よりもバンドの蛍光は強くなっていました。 しかし、このときの濃度を吸光光度測定で計測すると、DNAの濃度は200μg/mlまで低くなっていました。 なぜ、このように電気泳動をした時の蛍光が強くなったにもかかわらず、DNAの濃度は下がってしまったのでしょうか? マーカーの蛍光は、前回と同じように見えました。 また、このサンプルを用いてPCR操作を行う事は出来るのでしょうか? 本を調べ、アルカリや酸で加水分解されると核酸はモノヌクレオチドになり、260nmの吸光度は高分子核酸に比べて10~15%増加するという事は分かったのですが、これが決定的な原因では無いと思います。 原因の予想がつく方がいらっしゃるなら、教えていただけると幸いです。

  • ラージスケール

    ラージスケールでDNAを回収したいのですが、回収量がものすごく少なく(最後にTEに溶かして保存するのですが、そのTE量が30μl程度)、回収したものを電気泳動で確認するとスメア状になってしまいバンドを確認することができません。ミニプレップの時はキレイにバンドが確認でき、それからラージスケールを行っています。 LB100mlに対して大腸菌培養液を1ml入れていました。その量が少ないのかと思い、先に10mlLBで培養したものを100mlに移して本培養しています(培養時間は17時間程度)。それでも回収量が多くなることがないし、電気泳動で確認してもうまくいっていません。 何か解決策があればお願いします。

このQ&Aのポイント
  • fp-30のMIDI入力時にベロシティが弱くなる問題について質問があります。
  • 電子ピアノのfp-30をMacにUSB接続し、DAWのlogic pro x上でMIDIキーボードとして使用していますが、ベロシティが弱くなる問題が発生しています。
  • fp-30は電子ピアノであり、MIDIキーボードとしての機能は期待できないかもしれませんが、ベロシティを設定する方法について教えていただきたいです。
回答を見る